Modèle d’arrêt cardiaque chez la souris pour l’imagerie cérébrale et la surveillance de la physiologie cérébrale pendant l’ischémie et la réanimation
Summary
Ce protocole démontre un modèle murin unique d’arrêt cardiaque d’asphyxie qui ne nécessite pas de compression thoracique pour la réanimation. Ce modèle est utile pour surveiller et imager la dynamique de la physiologie cérébrale lors d’un arrêt cardiaque et d’une réanimation.
Abstract
La plupart des survivants d’un arrêt cardiaque présentent des déficits neurologiques à des degrés divers. Pour comprendre les mécanismes qui sous-tendent les lésions cérébrales induites par l’AC et, par la suite, mettre au point des traitements efficaces, la recherche expérimentale sur l’AC est essentielle. À cette fin, quelques modèles d’AC de souris ont été établis. Dans la plupart de ces modèles, les souris sont placées en décubitus dorsal afin d’effectuer une compression thoracique pour la réanimation cardiorespiratoire (RCR). Cependant, cette procédure de réanimation rend difficile l’imagerie et la surveillance en temps réel de la physiologie cérébrale pendant l’AC et la réanimation. Pour obtenir ces connaissances critiques, le présent protocole présente un modèle d’AC d’asphyxie chez la souris qui ne nécessite pas l’étape de RCP par compression thoracique. Ce modèle permet d’étudier les changements dynamiques dans le flux sanguin, la structure vasculaire, les potentiels électriques et l’oxygène des tissus cérébraux depuis la ligne de base pré-CA jusqu’à la reperfusion post-CA précoce. Il est important de noter que ce modèle s’applique aux souris âgées. Ainsi, ce modèle d’AC chez la souris devrait être un outil essentiel pour déchiffrer l’impact de l’AC sur la physiologie du cerveau.
Introduction
L’arrêt cardiaque (AC) reste une crise de santé publique mondiale1. Plus de 356 000 cas d’AC en dehors de l’hôpital et 290 000 cas d’AC à l’hôpital sont signalés chaque année aux États-Unis seulement, et la plupart des victimes d’AC ont plus de 60 ans. Notamment, les déficiences neurologiques post-AC sont fréquentes chez les survivants, et celles-ci représentent un défi majeur pour la prise en charge de l’AC 2,3,4,5. Pour comprendre les changements pathologiques cérébraux post-AC et leurs effets sur les résultats neurologiques, diverses techniques de surveillance neurophysiologique et de surveillance des tissus cérébraux ont été appliquées chez les patients 6,7,8,9,10,11,12. À l’aide de la spectroscopie proche infrarouge, une surveillance cérébrale en temps réel a également été effectuée chez des rats AC pour prédire les résultats neurologiques13.
Cependant, dans les modèles murins d’AC, une telle approche d’imagerie a été compliquée par la nécessité de compressions thoraciques pour rétablir la circulation spontanée, ce qui implique toujours un mouvement physique important et, par conséquent, entrave les procédures d’imagerie délicates. De plus, les modèles d’AC sont normalement réalisés avec des souris en décubitus dorsal, alors que les souris doivent être tournées en position couchée pour de nombreuses modalités d’imagerie cérébrale. Ainsi, un modèle de souris avec un mouvement corporel minimal pendant la chirurgie est nécessaire dans de nombreux cas afin d’effectuer une imagerie/surveillance en temps réel du cerveau pendant toute la procédure d’AC, allant de la pré-AC à la post-réanimation.
Auparavant, Zhang et al. ont rapporté un modèle d’AC de souris qui pourrait être utile pour l’imagerie cérébrale14. Dans leur modèle, l’AC a été induite par des injections en bolus de vecuronium et d’esmolol suivies de l’arrêt de la ventilation mécanique. Ils ont montré qu’après 5 min d’AC, la réanimation pouvait être réalisée par perfusion d’un mélange de réanimation. Notamment, cependant, l’arrêt circulatoire dans leur modèle ne s’est produit qu’environ 10 s après l’injection d’esmolol. Ainsi, ce modèle ne récapitule pas la progression de l’AC induite par l’asphyxie chez les patients, y compris l’hypercapnie et l’hypoxie tissulaire pendant la période précédant l’arrêt.
L’objectif global de l’intervention chirurgicale actuelle est de modéliser l’AC d’asphyxie clinique chez la souris, suivie d’une réanimation sans compressions thoraciques. Ce modèle d’AC permet donc l’utilisation de techniques d’imagerie complexes pour étudier la physiologie du cerveau chez la souris15.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dans les études expérimentales sur l’AC, l’asphyxie, les injections de chlorure de potassium ou la fibrillation ventriculaire dérivée du courant électrique ont été utilisées pour induire l’AC 16,17,18,19,20,21,22,23. Normalement, la RCP est n?…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les auteurs remercient Kathy Gage pour son soutien éditorial. Cette étude a été financée par des fonds du Département d’anesthésiologie (Duke University Medical Center), une subvention de l’American Heart Association (18CSA34080277) et des subventions des National Institutes of Health (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 et NS127163).
Materials
| Adrenalin | Par Pharmaceutical | NDC 42023-159-01 | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE232 | |
| BP transducer | ADInstruments | MLT0699 | |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE117 | |
| Heparin sodium injection, USP | Fresenius Kabi | NDC 63323-540-05 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser Doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Laser speckle imaging system | RWD | RFLSI III | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Micro clip | Roboz | RS-5431 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Needle electrode | ADInstruments | MLA1213 | 29 Ga, 1.5 mm socket |
| Nitrogen | Airgas | UN1066 | |
| Optic plastic fibre | Moor Instruments | POF500 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| PE-10 tubing | BD | 427401 | Polyethylene tubing |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments | ||
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/ml |
| Small animal ventilator | Kent Scientific | RoVent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S | |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chroride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 1 mL plastic syringe | BD | 309659 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 6-0 nylon suture | Ethilon | 1698G | |
| 8.4% sodium bicarbonate Inj., USP | Hospira | NDC 0409-6625-02 | |
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20GA 1.6 IN |
| 30 G PrecisionGlide needle | BD | 305106 | 30 G X 1/2 |
Referenzen
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