Name: Minimiser les saignements de veines portes post-perfusion pendant la transplantation intrahépatique d’îlots chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Découvrez des techniques chirurgicales affinées pour la transplantation intraportale d'îlots chez la souris. Ces méthodes préviennent efficacement les décès liés aux saignements et améliorent la sécurité de la procédure pour la recherche sur le foie.

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Cette étude a été soutenue par le ministère des Anciens Combattants (VA-ORD BLR&D Merit I01BX004536) et le National Institute of Health accorde les subventions # 1R01DK105183, DK120394, DK118529, à HW. Nous tenons à vous remercier, M. Michael Lee et Mme Lindsay Swaby, pour l’édition linguistique

Toutes les procédures ont été menées avec l’approbation des comités institutionnels de soins et d’utilisation des animaux de l’Université médicale de Caroline du Sud et du Ralph H Johnson Medical Center à Charleston.
1. Induction du diabète à l’aide de la streptozotocine (STZ)
<ol><li>Préparation des souris receveuses:<ol>
<li>Pesez toutes les souris individuellement.</li>
		<li>Vérifiez la glycémie à partir d’un échantillon de sang de la veine caudale à l’aide d’un glucomètre.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Détermination de la dose de STZ pour trois scénarios différents :<ol>
<li>Pour les souris atteintes de stéatose hépatique, injecter une dose de STZ [40 mg/kg/jour, injection intrapéritonéale (i.p.)] pendant 5 jours consécutifs.</li>
		<li>Pour les souris NOD-SCID, injecter 125 mg / kg de STZ, injection unique, i.p. après jeûne de nuit.</li>
		<li>Pour les souris C57BL/6, injecter 225 mg/kg de STZ, injection unique, i.p.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Calculs pour STZ (13,5 mg/mL) : REMARQUE: Ce calcul est pour cinq souris C57BL / 6 avec un poids corporel de 30 g:<ol>
<li>Poids corporel total : 5 souris x 30 g/souris = 150g</li>
		<li>STZ nécessaire : 150 g x 225 mg/1000g STZ = 33,75 mg</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation STZ:<ol>
<li>Peser le STZ après la dose précalculée.</li>
		<li>Transférer la poudre STZ pesée dans un bécher de 10 ml sur de la glace.</li>
		<li>Ajouter 3 mL de solution de citrate de sodium dans le bécher pour dissoudre le STZ.</li>
		<li>Bien mélanger, filtrer stériliser à travers un pore de 0,22 μm et utiliser la solution STZ dans les 10 minutes suivant la préparation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injection de STZ :<ol>
<li>Chargez la quantité souhaitée de solution STZ (suffisante pour une souris) dans une seringue de 1 mL.</li>
		<li>Effectuer une injection intrapéritonéale dans le quadrant inférieur droit de l’abdomen de la souris.</li>
		<li>Observez les souris pendant 5 minutes après l’injection et vérifiez tout signe d’inconfort pendant cette période avant de les remettre dans les cages.</li>
		<li>Surveiller le taux de glucose sanguin à partir d’un échantillon de sang de la veine caudale à l’aide d’un glucomètre tous les jours après l’injection de STZ. REMARQUE: Dans cette expérience, les souris sont considérées comme diabétiques lorsque la glycémie non à jeun est > 350 mg / dL pendant deux jours consécutifs.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Préparation des îlots
REMARQUE : Les îlots humains ont été cultivés dans des milieux CMRL-1066 complétés par 10 % de sérum fœtal bovin (FBS) et 1 % de pénicilline/streptomycine (P/S) à une densité de 10 000 équivalents îlots (QEI) par boîte de culture cellulaire de 100 mm9. Des îlots de souris ont été cultivés en DMEM avec 10 % de FBS et 1 % de P/S avec la même densité13. Des souris mâles NOD-SCID et C57BL/7 âgées de 6 à 10 semaines ont été obtenues à partir de sources commerciales.
<ol><li>Détacher les îlots cultivés de la boîte de culture cellulaire en les grattant doucement.</li>
	<li>Choisissez à la main le nombre souhaité d’îlots (p. ex., 300 à 350 îlots) à l’aide d’une seringue de 1 cc et placez-les dans des tubes de microcentrifugation stériles de 1,5 mL sur de la glace.</li>
	<li>Faites tourner le tube pendant 10 secondes à l’aide de la microcentrifugeuse.</li>
	<li>Retirez le surnageant, en laissant un peu de liquide pour éviter de perdre la pastille.</li>
	<li>Remettre en suspension la pastille dans 200 μL de HBSS avec 0,5 % d’albumine sérique bovine (BSA).</li>
	<li>Aspirer les îlots remis en suspension dans une seringue à insuline de 0,5 mL.</li>
	<li>Placez la seringue en position verticale. Laissez les îlots couler pendant 1 min.</li>
	<li>Poussez la seringue pour enlever toutes les bulles, laissant environ 100-150 μL d’îlots contenant du liquide.</li>
	<li>Placez la tête de la seringue vers le bas et tapotez doucement le côté de la seringue pour laisser les îlots se répartir également dans tout le liquide. Les îlots sont maintenant prêts à être injectés.</li>
</ol>3. Transplantation d’îlots
<ol><li>Induire et maintenir la souris sous anesthésie générale avec 2% d’isoflurane. Vérifiez l’absence de réflexes de pédale pour assurer une bonne anesthésie de l’animal.</li>
	<li>Rasez et retirez la fourrure dans la région de l’abdomen de la souris.</li>
	<li>Administrer une dose préopératoire unique de buprénorphine (0,1 mg/kg d’AP).</li>
	<li>Désinfectez la zone chirurgicale avec trois lingettes alternées de 2% d’iode et 75% d’alcool.</li>
	<li>Effectuez une laparotomie avec des micro-ciseaux pour générer une incision de 1 à 1,5 cm.</li>
	<li>Ouvrez la cavité péritonéale avec un rétracteur. Suivez avec la méthode A ou la méthode B comme détaillé ci-dessous.</li>
</ol>4. Méthode A: (arrêter le saignement avec de la mousse de gel, Figure 1A)14,15,16
<ol><li>Préparation de la souris<ol>
<li>Placez une gaze stérile autour de l’incision.</li>
		<li>Retirez doucement l’intestin à l’aide d’une pince et maintenez-le sur la gaze.</li>
		<li>Identifiez la veine porte par son emplacement et exposez-la bien.</li>
		<li>Couvrez l’intestin avec une gaze chaude saline humide pendant toute la chirurgie.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Insérez l’aiguille de la seringue à insuline préchargée par îlot dans la veine porte près du duodénum (Figure 1B). Pour ce faire, tenez l’aiguille avec le trou (biseau) vers le bas et positionnez l’angle de la surface d’ouverture parallèlement à la paroi de la veine porte avant de pénétrer à travers le mur.<ol>
<li>Tirez sur le piston pour prélever du sang (20-50 μL) dans la seringue pour mélanger les îlots en premier.</li>
		<li>Infuser lentement les îlots dans la veine porte tout en tirant et en poussant le plongeon à plusieurs reprises.</li>
		<li>Placez un morceau de mousse de gel (environ 0,5 cm x 0,5 cm) pour couvrir le site d’injection.</li>
		<li>Appuyez sur la mousse de gel avec une pointe en coton tout en retirant l’aiguille de la veine porte.</li>
		<li>Continuez à appuyer sur le gel pendant environ 2 minutes pour confirmer qu’il n’y a pas de saignement actif.</li>
		<li>Retournez la bascule en coton sur et éloignez-vous de la mousse de gel pour vous assurer que la mousse de gel recouvre bien la veine porte.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Méthode B: (arrêter le saignement avec un coussinet adipeux, Figure 1C)17
<ol><li>Exposez soigneusement la veine porte.<ol>
<li>Utilisez deux embouts en coton pour maintenir la veine porte exposée des côtés gauche et droit.</li>
		<li>Identifiez le coussinet de tissu adipeux entre le duodénum et la veine porte.</li>
		<li>Pénètrez à travers le coussinet adipeux avant d’insérer l’aiguille dans la veine porte (Figure 1D).</li>
		<li>Infuser les îlots, en suivant la procédure similaire décrite ci-dessus dans les parties 4.2.1 et 4.2.2 de la méthode A.</li>
		<li>Retirez l’aiguille tout en appuyant sur la graisse avec une pointe en coton.</li>
		<li>Continuez à appuyer sur le tampon adipeux pendant 1 min après avoir retiré l’aiguille.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après avoir confirmé qu’il n’y a pas de saignement de la veine porte, ramenez doucement l’intestin dans la cavité péritonéale dans sa position d’origine.</li>
	<li>Laisser 0,5 mL de solution saline chaude (36-37 °C) dans la cavité abdominale avant la fermeture. REMARQUE: La solution saline chaude facilite le mouvement et la récupération de l’intestin après la chirurgie et prévient la nécrose intestinale.</li>
	<li>Fermez la couche musculaire avec une suture 5-0.</li>
	<li>Fermez la couche de peau avec une suture 4-0.</li>
	<li>Placez la souris dans une cage propre sur un coussin chauffant jusqu’à ce qu’elle soit complètement remise de l’anesthésie.</li>
	<li>Continuer à fournir un analgésique (p. ex., buprénorphine 0,1 mg/kg p.i.) toutes les 12 h et de la chaleur supplémentaire pendant 48 h après la chirurgie. REMARQUE: La procédure de transplantation d’îlots prend environ 15-20 minutes à compléter.</li>
</ol>6. Coloration H &E et photographie de la section entière du foie
<ol><li>Perfusion hépatique<ol>
<li>Mettez la souris sous anesthésie comme décrit ci-dessus dans la partie 3.1.</li>
		<li>Exposez soigneusement la veine porte et coupez la veine cave inférieure.</li>
		<li>Perfuser manuellement le foie à l’aide de 20 mL de paraformaldéhyde à 10% via la veine porte pendant environ 5 minutes, à l’aide d’une seringue de 20 mL avec aiguille 25G18. REMARQUE: La perfusion hépatique peut éliminer le sang du tissu hépatique et améliorer la fixation du foie sans perturber les greffes d’îlots.</li>
		<li>Disséquez le foie entier perfusé d’autres organes.</li>
		<li>Fixer le tissu hépatique perfusé dans 10% de paraformaldéhyde pendant 24 h.</li>
		<li>Incorporer le tissu dans la paraffine.</li>
		<li>Coupez des sections de tissu de 5 μm d’épaisseur chacune et placez-les sur une lame de verre pour la coloration.</li>
		<li>Effectuer une coloration H&E, insuline, fibrine et neutrophile polymorphonucléaire (PMN) à l’aide de méthodes standard15,16.</li>
		<li>Scannez toute la section du foie au microscope.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Pellegrini, S., Cantarelli, E., Sordi, V., Nano, R., Piemonti, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+state+of+the+art+of+islet+transplantation+and+cell+therapy+in+type+1+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Diabetology%22%5BJournal%5D)">The state of the art of islet transplantation and cell therapy in type 1 diabetes.</a> Acta Diabetology. 53 (5), 683-691 (2016).</li>
<li>Ballinger, W. F., Lacy, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+intact+pancreatic+islets+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of intact pancreatic islets in rats.</a> Surgery. 72 (2), 175-186 (1972).</li>
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<li>Goss, J. A., Nakafusa, Y., Finke, E. H., Flye, M. W., Lacy, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+tolerance+to+islet+xenografts+in+a+concordant+rat-to-mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Induction of tolerance to islet xenografts in a concordant rat-to-mouse model.</a> Diabetes. 43 (1), 16-23 (1994).</li>
<li>Hara, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+for+studying+intrahepatic+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A mouse model for studying intrahepatic islet transplantation.</a> Transplantation. 78 (4), 615-618 (2004).</li>
<li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li>
<li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alpha-1+antitrypsin+enhances+islet+engraftment+by+suppression+of+instant+blood-mediated+inflammatory+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Alpha-1 antitrypsin enhances islet engraftment by suppression of instant blood-mediated inflammatory reaction.</a> Diabetes. 66 (4), 970-980 (2017).</li>
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<li>Contreras, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activated+protein+C+preserves+functional+islet+mass+after+intraportal+transplantation%3A+A+novel+link+between+endothelial+cell+activation%2C+thrombosis%2C+inflammation%2C+and+islet+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Activated protein C preserves functional islet mass after intraportal transplantation: A novel link between endothelial cell activation, thrombosis, inflammation, and islet cell death.</a> Diabetes. 53 (11), 2804-2814 (2004).</li>
<li>Moberg, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+tissue+factor+by+pancreatic+islet+cells+as+a+trigger+of+detrimental+thrombotic+reactions+in+clinical+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Production of tissue factor by pancreatic islet cells as a trigger of detrimental thrombotic reactions in clinical islet transplantation.</a> Lancet. 360 (9350), 2039-2045 (2002).</li>
<li>Melzi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrahepatic+islet+transplant+in+the+mouse%3A+functional+and+morphological+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Intrahepatic islet transplant in the mouse: functional and morphological characterization.</a> Cell Transplantation. 17 (12), 1361-1370 (2008).</li>
<li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+treatment+with+carbon+monoxide+can+yield+islet+allograft+survival+and+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Donor treatment with carbon monoxide can yield islet allograft survival and tolerance.</a> Diabetes. 54 (5), 1400-1406 (2005).</li>
<li>Desai, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+liver+histopathology+on+islet+cell+engraftment+in+the+model+mimicking+autologous+islet+cell+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Islets%22%5BJournal%5D)">Effect of liver histopathology on islet cell engraftment in the model mimicking autologous islet cell transplantation.</a> Islets. 9 (6), 140-149 (2017).</li>
<li>Cui, W., Angsana, J., Wen, J., Chaikof, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liposomal+formulations+of+thrombomodulin+increase+engraftment+after+intraportal+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Liposomal formulations of thrombomodulin increase engraftment after intraportal islet transplantation.</a> Cell Transplantation. 19 (11), 1359-1367 (2010).</li>
<li>Cui, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombomodulin+improves+early+outcomes+after+intraportal+islet+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Thrombomodulin improves early outcomes after intraportal islet transplantation.</a> American Journal of Transplantation. 9 (6), 1308-1316 (2009).</li>
<li>Proto, C., Grasso, G., Fassio, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hepatoparenchymal+clearance+of+indocyanine+green+in+infectious+hepatitis%5BTitle%5D)+AND+%22Giornale+di+Malattie+Infettive+e+Parassitarie%22%5BJournal%5D)">Hepatoparenchymal clearance of indocyanine green in infectious hepatitis.</a> Giornale di Malattie Infettive e Parassitarie. 20 (9), 845-851 (1968).</li>
<li>Cabral, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+of+hepatocytes+and+sinusoidal+endothelial+cells+from+mouse+liver+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion.</a> Journal of Visualized Experiments. (132), e56993(2018).</li>
<li>Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraportal+transplantation+of+pancreatic+islets+in+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model.</a> Journal of Visualized Experiments. (135), e57559(2018).</li>
<li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+mesenchymal+stem+cell+and+islet+cotransplantation%3A+Safety+and+efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Autologous mesenchymal stem cell and islet cotransplantation: Safety and efficacy.</a> Stem Cells Translational Medicine. 7 (1), 11-19 (2018).</li>
</ol>

Tous les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas de conflit d’intérêts.

Dans cette étude, deux procédures améliorées qui peuvent prévenir les saignements et réduire la mortalité des souris pendant l’IIT de la souris ont été démontrées. Cette étude permet aux chercheurs de visualiser le modèle de transplantation d’îlots qui est unique dans l’étude de la réponse inflammatoire médiée par le sang instantané après la transplantation. Le modèle IIT est un modèle distinctif pour l’étude de la survie des cellules des îlots et des lésions ischémiques hépatiques en réponse à la transplantation <sup cl...

La transplantation intraportaire d’îlots (IIT) via la veine porte est la méthode la plus couramment utilisée pour la transplantation d’îlots humains en milieu clinique. Le modèle IIT de souris offre une excellente occasion d’étudier la transplantation d’îlots et de tester des approches interventionnelles prometteuses qui peuvent améliorer l’efficacité de la transplantation d’îlots1. L’IIT a été décrit pour la première fois dans les années 1970 et utilisé par plusieurs groupes1,2,3,4,5. Il a regagné en popularité après la percée dans la transplantation d’îlots humains en 20006,7. Cependant, la plupart des études de transplantation d’îlots ont utilisé la capsule rénale comme site privilégié pour la transplantation expérimentale d’îlots en raison de son succès facile. Au contraire, l’IIT est plus difficile techniquement et moins fréquemment utilisé pour les études de transplantation d’îlots8,9. Contrairement à l’IIT, cependant, les îlots transplantés sous la capsule rénale ne souffrent pas de la réaction inflammatoire immédiate à médiation sanguine caractérisée par une thrombose, une inflammation et une ischémie du tissu hépatique, et ont donc une meilleure fonction que les îlots transplantés dans le foie. Le modèle de capsule rénale peut donc ne pas imiter complètement les contraintes rencontrées par les îlots lors de la transplantation d’îlots humains10,11,12.
L’une des principales complications de l’IIT chez la souris est le saignement du site d’injection après la transplantation, ce qui pourrait causer 10 à 30% de la mortalité chez différentes souches de souris12. Dans cet article, deux approches affinées ont été développées pour arrêter les saignements plus rapidement et en toute sécurité et pour réduire la mortalité des souris après une IIT. La démonstration visuelle de ces détails raffinés aidera les chercheurs à identifier les étapes clés de cette procédure techniquement difficile. En outre, l’emplacement des greffes d’îlots dans le foie du receveur a été déterminé par un examen histologique du tissu hépatique coloré à l’hématoxyline et à l’éosine (H & E) (section entière) portant des îlots transplantés.

<table><tbody><tr><td>10 % Neutral Buffered formalin v/v</td><td>Fisher Scientific</td><td>23426796</td><td></td></tr><tr><td>1 mL Seringue avec aiguille</td><td>AHS</td><td>AH01T</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 20 mL</td><td>BD</td><td>301031</td><td></td></tr><tr><td>25G x 5/8" Aiguilles hypodermiques</td><td>BD</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Tampons de préparation à l’alcool, stériles</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-363-750</td><td></td></tr><tr><td>Anesthésie animale système</td><td>VetEquip, Inc.</td><td></td><td></td>901806</tr><tr><td>Chlorhydrate de buprénorphine, injection</td><td>Par Sterile Products, LLC</td><td>NDC 42023-179-05</td><td></td></tr><tr><td>Tubes à centrifuger, 15 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>0553859A</td><td></td></tr><tr><td>CMRL-1066</td><td>Corning</td><td>15110CV</td><td></td></tr><tr><td>DMEM Corning</td><td></td><td>10013CV</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol, absolu (200 proof), qualité biologie moléculaire</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td>BP2818500</tr><tr><td>Ciseaux de micro dissection extra fins 4" droits pointus</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5882</td><td></td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin (FBS)</td><td>Corning</td><td>35011CV</td><td></td></tr><tr><td>FreeStyle&nbsp ; Glucomètre</td><td>Abbott</td><td>Lite</td><td></td></tr><tr><td>FreeStyle Bandelettes de test de glycémie</td><td>Abbott</td><td>Lite</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam (éponge de gélatine résorbable, USP)</td><td>Pharmacia & Upjohn Company</td><td>34201</td><td></td></tr><tr><td>Pince Graefe 4" pointe extra délicate</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5136</td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant</td><td>Amazon</td><td>B07HMKMBKM</td><td></td></tr><tr><td>Hegar-Baumgartner Porte-aiguille 5.25"</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-7850</td><td></td></tr><tr><td>Seringue à insuline avec aiguille de calibre 27</td><td>BD</td><td>879588</td><td></td></tr><tr><td>Coussinets de préparation à l’iode</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027048</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care</td><td>NDC 66794-017-25</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline/streptomycine (P/S)</td><td>HyClone</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Suture en polypropylène 4-0</td><td>Med-Vet International</td><td>MV-8683</td><td></td></tr><tr><td>Suture en polypropylène 5-0</td><td>Med-Vet International</td><td>MV-8661</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium, solution intraveineuse à 0,9 %</td><td>VWR</td><td>2B1322Q</td><td></td></tr><tr><td>Streptozocine (STZ)</td><td>Sigma</td><td>S0130</td><td></td></tr><tr><td>Champ chirurgical, stérile</td><td>Med-Vet International</td><td>DR1826</td><td></td></tr><tr><td>Cassette de tissus</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-272416</td><td></td></tr></tbody></table>

minimiser les saignements de veines portes post-perfusion pendant la transplantation intrahépatique d’îlots chez la souris

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Bien que le foie soit actuellement accepté comme site de transplantation primaire pour les îlots humains en milieu clinique, les îlots sont transplantés sous la capsule rénale dans la plupart des études précliniques de transplantation d’îlots de rongeurs. Ce modèle est couramment utilisé parce que la transplantation d’îlots intrahépatiques murins est techniquement difficile et qu’un pourcentage élevé de souris pourraient mourir de complications chirurgicales, en particulier de saignements du site d’injection après la transplantation. Dans cette étude, deux procédures qui peuvent minimiser l’incidence des saignements de la veine porte post-perfusion sont démontrées. La première méthode applique une éponge de gélatine hémostatique résorbable au site d’injection, et la deuxième méthode consiste à pénétrer l’aiguille d’injection d’îlots à travers le tissu adipeux d’abord, puis dans la veine porte en utilisant le tissu adipeux comme barrière physique pour arrêter le saignement. Les deux méthodes pourraient prévenir efficacement la mort de souris induite par les saignements. La section hépatique entière montrant la distribution des îlots et les signes de thrombose des îlots après la transplantation, une caractéristique typique de la transplantation intrahépatique des îlots, a été présentée. Ces protocoles améliorés affinent les procédures de transplantation intrahépatique d’îlots et peuvent aider les laboratoires à mettre en place la procédure pour étudier la survie et la fonction des îlots dans des contextes précliniques.

Nous avons effectué des transplantations d’îlots syngéniques et xénogéniques via la veine porte. La fonction de greffe d’îlot a été observée de manière dose-dépendante dans les deux modèles de transplantation d’îlots. Dans le modèle de transplantation d’îlots syngéniques utilisant des souris C57BL/6, la transplantation de 250 îlots a conduit à une normoglycémie transitoire avant que les souris ne reviennent à l’hyperglycémie. Les souris recevant 500 îlots ont atteint et maintenu la normoglycémie au-delà de 30 jours après...

Nous présentons ici des procédures chirurgicales raffinées sur la réalisation réussie d’une transplantation intraportaire d’îlots, une procédure chirurgicale cliniquement pertinente mais techniquement difficile, chez la souris.

Minimiser les saignements de veines portes post-perfusion pendant la transplantation intrahépatique d’îlots chez la souris

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Le foie est un site principal de transplantation dans le cadre clinique de l’îlot humain. La transplantation d’îlots intrahépatiques de souris est techniquement difficile, et un pourcentage élevé de souris pourraient mourir de complications chirurgicales, en particulier de saignements. Dans cette étude, les deux méthodes que nous avons montrées pouvaient prévenir efficacement la mort de souris induite par les saignements.Notre méthode peut être appliquée à la recherche sur le cancer du foie et d’autres maladies du foie en permettant l’injection de cellules cancéreuses, de cellules souches mésenchymateuses et d’hépatocytes directement dans le foie. Pour commencer, détachez une culture d’îlots humains avec un grattage doux. Utilisez une seringue de 1 centimètre cube pour ramasser 300 à 350 îlots dans des tubes stériles de microcentrifugation de 1,5 millilitre sur de la glace.Lorsque tous les îlots ont été prélevés, centrifugez les tubes pendant 10 secondes pour sédimenter les cellules. Jetez tout sauf un petit volume de surnageant pour éviter la perte de granulés et remettez en suspension les îlots dans 200 microlitres HBSS contenant 5% de BSA. Chargez les îlots remis en suspension d

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Médecine

Cette vidéo décrit une intervention chirurgicale visant à délivrer des cellules tumorales mammaires au foie murin par injection dans la veine porte. Ce modèle permet d’étudier les stades tardifs des métastases hépatiques.

Injection dans la veine porte : une méthode pour étudier les métastases cancéreuses au foie

Dans cette vidéo, nous décrivons une procédure d’injection de cellules d’îlots pancréatiques dans la veine porte hépatique, suivie de l’application d’une mousse de gel pour prévenir efficacement les saignements. Les saignements postopératoires sont une cause fréquente de mortalité élevée lors d’une transplantation d’îlots.

Modèle murin de transplantation d’îlots pancréatiques : une méthode chirurgicale pour perfuser des îlots pancréatiques dans la veine porte et la prévention des saignements postopératoires

Les outils utilisés pour visualiser la régénération vasculaire nécessitent des méthodes pour contraster les arbres vasculaires. Ce film a démontré une technique d’injection délicate utilisée pour obtenir un contraste optimal des arbres vasculaires et illustre les avantages potentiels résultant d’une analyse détaillée de l’échantillon résultant à l’aide de coupes en série μCT et histologiques.

Visualisation des vasculaire et parenchymateuse Régénération après 70% hépatectomie partielle chez des souris normales

Ce protocole démontre l'isolation des îlots murins et le semis sur un échafaud décellularisé. Les îlots soutenus par des échafaudages ont été transplantés dans la pate épididymique des souris diabétiques induites par la streptozotocine (STZ). Les îlots ont survécu au site de transplantation et ont inversé l'état hyperglycémique.

Transplantation soutenue d&#39;échafaudage d&#39;îlots dans la pate épididimale de souris diabétiques

On introduit une méthode pour l’épiploïques transplantation d’îlots dans une souris. Les îlots sont mélangés avec hydrogel et le mélange est placé dans la pochette omentaux de souris diabétique. Ensuite, la glycémie est contrôlée et l’analyse immuno-histochimique est réalisée.

Une méthode pour la Transplantation d’îlots à l’épiploon dans la souris

La transplantation d’îlots pancréatiques est une façon d’atteindre la normoglycémie dans le diabète de type 1. Cet article se concentre sur la technique de transplantation la voie intraporte de maintenir une glycémie normale chez des souris diabétiques.

Intraporte Transplantation d’îlots pancréatiques dans le modèle murin

Dans ce protocole, une méthode d’isolement et de transplantation d’îlot de murine dans le tissu sous-cutané sous-cutané inguinale d’adipeux est décrite. Des îlots murines syngénéiques isolés sont transplantés dans un récipient de murine utilisant un hydrogel de membrane de sous-sol. Le taux de glucose sanguin des receveurs est surveillé, et l’analyse histologique des greffes d’îcles est effectuée.

Modèle de transplantation inguinal Subcutaneous De tissu adipeux blanc (ISWAT) des îlots de Murine

Le but de ce protocole est de surveiller en permanence la dynamique du processus d’engraftage des îlots pancréatiques humains et des cellules d’hôte par rapport aux donneurs. Ceci est accompli en transplantant des îlots humains dans la chambre antérieure de l’oeil (ACE) d’un NOD. (Cg)-Gt(ROSA)26Sortm4-Rag2-/-receveur de souris suivi d’une imagerie répétée à 2 photons.

Imagerie in vivo longitudinale et quantification des îlots pancréatiques humains Greffant et contribution des cellules hôtes dans la chambre oculaire antérieure

Le protocole décrit une méthode simple de résection d’un foie de souris intact pour des études métaboliques par perfusion veineuse porte.

Ex Vivo Perfusion hépatique à travers la veine porte chez la souris

La clairance hépatique de l’insuline est essentielle pour réguler l’homéostasie du glucose. Cet article décrit une procédure de perfusion hépatique conviviale permettant d’évaluer directement le taux de clairance hépatique de l’insuline in situ chez la souris.

Évaluation de la clairance de l’insuline chez la souris via la perfusion hépatique in situ

Ici, nous fournissons des détails sur la réalisation de la sécrétion d’insuline stimulée par le glucose (GSIS) par perfusion à travers le système vasculaire de souris avec un pancréas intact comme technique supplémentaire pour évaluer la fonction pancréatique endocrine avec réduction des facteurs de confusion possibles.

Sécrétion d’insuline stimulée par le glucose par perfusion à travers le système vasculaire de souris avec un pancréas intact

Découvrez des techniques chirurgicales affinées pour la transplantation intraportale d'îlots chez la souris. Ces méthodes préviennent efficacement les décès liés aux saignements et améliorent la sécurité de la procédure pour la recherche sur le foie.

Minimiser les saignements de veines portes post-perfusion pendant la transplantation intrahépatique d’îlots chez la souris

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