Name: Modelo de paro cardíaco en ratón para la obtención de imágenes cerebrales y la monitorización de la fisiología cerebral durante la isquemia y la reanimación (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-04-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 18 s
Description: Aprende un modelo de paro cardíaco por asfixia en ratón para estudiar la fisiología cerebral durante la isquemia y reanimación sin necesidad de compresiones torácicas.

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Los autores agradecen a Kathy Gage por su apoyo editorial. Este estudio contó con el apoyo de fondos del Departamento de Anestesiología (Centro Médico de la Universidad de Duke), una subvención de la American Heart Association (18CSA34080277) y subvenciones de los Institutos Nacionales de la Salud (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 y NS127163).

Todos los procedimientos descritos aquí se llevaron a cabo de acuerdo con las pautas de los Institutos Nacionales de Salud (NIH) para el cuidado y uso de animales en investigación, y el protocolo fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales del Instituto Duke (IACUC). Para el presente estudio se utilizaron ratones machos y hembras C57BL/6 de 8-10 semanas de edad.
1. Preparación quirúrgica
<ol><li>Pese un mouse en una báscula digital y colóquelo en una caja de inducción de anestesia de plexiglás de 4 pulgadas x 4 pulgadas x 7 pulgadas.</li>
	<li>Ajuste el vaporizador de anestesia a 5% de isoflurano, el medidor de flujo de oxígeno a 30 y el medidor de flujo de nitrógeno a 70 (consulte la Tabla de materiales).</li>
	<li>Saque al animal de la caja de inducción y colóquelo en posición supina en el banco quirúrgico cuando su frecuencia respiratoria haya disminuido a 30-40 respiraciones por minuto.</li>
	<li>Saca la lengua con unas pinzas romas y sujétala con la mano no dominante. Use la mano dominante para insertar un laringoscopio (ver Tabla de materiales) en la boca del ratón y visualice la cuerda vocal.</li>
	<li>Use la mano no dominante para insertar un alambre guía y un catéter intravenoso de 20 G en la boca. Inserte suavemente el alambre guía en la tráquea.</li>
	<li>Empuje el catéter dentro de la tráquea hasta que la parte del ala del catéter esté nivelada con la punta de la nariz. NOTA: No intuble a un ratón que no esté completamente anestesiado, ya que esto puede lesionar la tráquea y causar sangrado en las vías respiratorias.</li>
	<li>Conecte el ratón intubado a un ventilador para animales pequeños (ver Tabla de materiales) y reduzca el isoflurano al 1,5%.</li>
	<li>Introduzca el peso corporal del ratón en el panel de control del ventilador para determinar el volumen corriente y la frecuencia respiratoria.</li>
	<li>Mantenga el ratón en posición supina bajo una lámpara de calor y mantenga la temperatura rectal a 37 °C con un controlador de temperatura.</li>
	<li>Afeitar las áreas inguinales, desinfectar el área quirúrgica al menos tres veces con yodo y alcohol (ver Tabla de materiales) y cubrir el área con un paño quirúrgico estéril.</li>
	<li>Aplique ungüento ocular en ambos ojos y administre 5 mg/kg de carprofeno por vía subcutánea antes de la cirugía.</li>
	<li>Abra el paquete de instrumentos estériles para la cirugía. Realice una incisión en la piel de 1 cm con unas tijeras quirúrgicas para acceder a las arterias femorales de ambos lados. Diseccionar y ligar la arteria femoral distal con una sola hebra de sutura de seda 4-0 (ver Tabla de materiales), y aplicar una gota de lidocaína.</li>
	<li>Aplique una pinza para aneurisma en la arteria femoral proximal y haga una pequeña incisión en la arteria distal a la pinza. Inserte un catéter de polietileno 10 (PE-10, ver Tabla de materiales) en las arterias femorales izquierda y derecha. NOTA: La línea arterial izquierda se utiliza para la monitorización de la presión arterial, mientras que la derecha se utiliza para la extracción de sangre y la infusión de mezcla de reanimación.</li>
	<li>Inyecte 50 μL de solución salina heparinizada 1:10 en cada vía arterial para evitar la formación de coágulos en la vía.</li>
	<li>Gire el ratón a la posición prona y móntelo en un marco de cabeza estereotáxico.</li>
	<li>Conecte tres electrodos de aguja (rojo, verde y negro) al brazo izquierdo, la pierna izquierda y el brazo derecho para el monitoreo del electrocardiograma (ECG, consulte la Tabla de materiales).</li>
	<li>Pegue una sonda de fibra plástica flexible en el cráneo temporal intacto a través de una incisión en la piel de 0,5 cm para controlar el flujo sanguíneo cerebral. Este paso es opcional.</li>
	<li>Afeitar la parte superior de la cabeza, desinfectar el área quirúrgica al menos tres veces con yodo y alcohol, y cubrir el área con un paño quirúrgico estéril.</li>
	<li>Realice una incisión en la línea media de la piel de 2,5 cm y use cuatro retractores pequeños para exponer toda la superficie del cráneo para obtener imágenes cerebrales.</li>
	<li>Coloque un generador de imágenes de monitoreo (p. ej., un generador de imágenes de contraste de manchas láser, consulte la Tabla de materiales) sobre la cabeza. NOTA: Se pueden agregar unas gotas de solución salina a la superficie del cráneo para facilitar la obtención de imágenes de contraste con manchas láser.</li>
</ol>2. Inducción de paro cardíaco
<ol><li>Llene una jeringa de plástico de 1 ml con 26 μl de la solución madre del cóctel de reanimación. NOTA: Cada mililitro de esta solución contiene 400 μL de 1 mg/mL de epinefrina, 500 μL de bicarbonato de sodio al 8,4%, 50 μL de heparina de 1.000 U/mL y 50 μL de cloruro de sodio al 0,9% (ver Tabla de materiales).</li>
	<li>Espere hasta que la temperatura corporal alcance los 37 °C. Ajuste el medidor de oxígeno al 100% para oxigenar la sangre durante 2 min.</li>
	<li>Extraer la sangre arterial oxigenada hasta 200 μL a través de la arteria femoral derecha en la jeringa de plástico preparada que contiene 26 μL de solución madre de cóctel de reanimación.</li>
	<li>Apague el oxígeno y aumente el nitrógeno al 100% para inducir la anoxia. NOTA: Después de aproximadamente 45 s, el corazón dejará de funcionar y la frecuencia cardíaca disminuirá rápidamente, lo que indica el inicio de la AC. Después de aproximadamente 2 minutos de privación de oxígeno, el monitoreo del ECG indicará una asistolia, y no habrá presión arterial sistémica medible y un flujo sanguíneo cerebral insignificante.</li>
	<li>Apague el ventilador, el vaporizador de isoflurano, el controlador de temperatura y el medidor de flujo de nitrógeno. Ajuste el oxígeno al 100% en preparación para la reanimación.</li>
</ol>3. Procedimiento de reanimación
<ol><li>Encienda el ventilador a los 8 minutos después del inicio de la AC.</li>
	<li>Comience inmediatamente a infundir la sangre oxigenada extraída mezclada con el cóctel de reanimación en la circulación sanguínea a través de la arteria femoral derecha en 1 min. NOTA: La infusión conduce a un aumento gradual de la frecuencia cardíaca y al restablecimiento de la perfusión sanguínea; finalmente, se logra el retorno de la circulación espontánea (ROSC).</li>
</ol>4. Recuperación posterior a la CA
<ol><li>Coloque el ratón en posición supina después de retirarlo del marco estereotáxico y retire los catéteres PE-10 de las arterias femorales.</li>
	<li>Aplique bupivacaína al 0,25% en la incisión cutánea y sure las incisiones cutáneas con una sutura de nailon 6-0 (consulte la tabla de materiales). Aplique un ungüento antibiótico en la superficie de la incisión en la piel.</li>
	<li>Desconecte el ventilador del ratón cuando se restablezca la respiración espontánea.</li>
	<li>Transfiera el ratón a una cámara de recuperación con una temperatura controlada de 32 °C.</li>
	<li>Después de 2 h de recuperación, extubar al ratón y devolverlo a la jaula de origen. Inyecte 0,5 ml de solución salina normal por vía subcutánea para prevenir la deshidratación.</li>
</ol>

Un modelo de ratón para estudiar la fisiología del cerebro durante un paro cardíaco

<ol><li>Smith, A., Masters, S., Ball, S., Finn, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+incidence+and+outcomes+of+out-of-hospital+cardiac+arrest+in+metropolitan+versus+rural+locations%3A+A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Resuscitation%22%5BJournal%5D)">The incidence and outcomes of out-of-hospital cardiac arrest in metropolitan versus rural locations: A systematic review and meta-analysis.</a> Resuscitation. 185, 109655(2022).</li>
<li>Amacher, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+neurological+outcome+in+adult+patients+with+cardiac+arrest%3A+systematic+review+and+meta-analysis+of+prediction+model+performance%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">Predicting neurological outcome in adult patients with cardiac arrest: systematic review and meta-analysis of prediction model performance.</a> Critical Care. 26 (1), 382(2022).</li>
<li>Matsuyama, T., Ohta, B., Kiyohara, K., Kitamura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-arrest+partial+carbon+dioxide+level+and+favorable+neurological+outcome+after+out-of-hospital+cardiac+arrest%3A+A+nationwide+multicenter+observational+study+in+Japan+%28the+JAAM-OHCA+registry%29%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal+of+Acute+Cardiovascular+Care%22%5BJournal%5D)">Intra-arrest partial carbon dioxide level and favorable neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest: A nationwide multicenter observational study in Japan (the JAAM-OHCA registry).</a> European Heart Journal of Acute Cardiovascular Care. 12 (1), 14-21 (2023).</li>
<li>Takahagi, M., Sawano, H., Moriyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+neurological+outcome+of+extracorporeal+cardiopulmonary+resuscitation+for+out-of-hospital+cardiac+arrest+patients+with+nonshockable+rhythms%3A+A+single-center%2C+consecutive%2C+retrospective+observational+study%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Emergency+Medicine%22%5BJournal%5D)">Long-term neurological outcome of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation for out-of-hospital cardiac arrest patients with nonshockable rhythms: A single-center, consecutive, retrospective observational study.</a> The Journal of Emergency Medicine. 63 (3), 367-375 (2022).</li>
<li>Mork, S. R., Botker, M. T., Christensen, S., Tang, M., Terkelsen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+and+neurological+outcome+after+out-of-hospital+cardiac+arrest+treated+with+and+without+mechanical+circulatory+support%5BTitle%5D)+AND+%22Resuscition+Plus%22%5BJournal%5D)">Survival and neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest treated with and without mechanical circulatory support.</a> Resuscition Plus. 10, 100230(2022).</li>
<li>Koenig, M. A., Kaplan, P. W., Thakor, N. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+neurophysiologic+monitoring+and+brain+injury+from+cardiac+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologic+Clinics%22%5BJournal%5D)">Clinical neurophysiologic monitoring and brain injury from cardiac arrest.</a> Neurologic Clinics. 24 (1), 89-106 (2006).</li>
<li>Cavazzoni, E., Schibler, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+of+brain+tissue+oxygen+tension+and+use+of+vasopressin+after+cardiac+arrest+in+a+child+with+catecholamine-induced+cardiac+arrhythmia%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care+%26+Resuscitation%22%5BJournal%5D)">Monitoring of brain tissue oxygen tension and use of vasopressin after cardiac arrest in a child with catecholamine-induced cardiac arrhythmia.</a> Critical Care & Resuscitation. 10 (4), 316-319 (2008).</li>
<li>Topjian, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multimodal+monitoring+including+early+EEG+improves+stratification+of+brain+injury+severity+after+pediatric+cardiac+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Resuscitation%22%5BJournal%5D)">Multimodal monitoring including early EEG improves stratification of brain injury severity after pediatric cardiac arrest.</a> Resuscitation. 167, 282-288 (2021).</li>
<li>Beekman, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bedside+monitoring+of+hypoxic+ischemic+brain+injury+using+low-field%2C+portable+brain+magnetic+resonance+imaging+after+cardiac+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Resuscitation%22%5BJournal%5D)">Bedside monitoring of hypoxic ischemic brain injury using low-field, portable brain magnetic resonance imaging after cardiac arrest.</a> Resuscitation. 176, 150-158 (2022).</li>
<li>Sinha, N., Parnia, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+the+brain+after+cardiac+arrest%3A+A+new+era%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Neurology+Neuroscience+Report%22%5BJournal%5D)">Monitoring the brain after cardiac arrest: A new era.</a> Current Neurology Neuroscience Report. 17 (8), 62(2017).</li>
<li>Reis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiology+and+the+monitoring+methods+for+cardiac+arrest+associated+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Pathophysiology and the monitoring methods for cardiac arrest associated brain injury.</a> International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 129(2017).</li>
<li>Zhou, H., Lin, C., Liu, J., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+monitoring+of+brain+perfusion+by+cerebral+oximetry+after+spontaneous+return+of+circulation+in+cardiac+arrest%3A+A+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurology%22%5BJournal%5D)">Continuous monitoring of brain perfusion by cerebral oximetry after spontaneous return of circulation in cardiac arrest: A case report.</a> BMC Neurology. 22 (1), 365(2022).</li>
<li>Takegawa, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+brain+monitoring+by+near-infrared+spectroscopy+predicts+neurological+outcome+after+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+rats%3A+A+proof+of+concept+study+of+a+novel+prognostic+measure+after+cardiac+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Clinical+Medicine%22%5BJournal%5D)">Real-time brain monitoring by near-infrared spectroscopy predicts neurological outcome after cardiac arrest and resuscitation in rats: A proof of concept study of a novel prognostic measure after cardiac arrest.</a> Journal Clinical Medicine. 11 (1), 131(2021).</li>
<li>Zhang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Invasion+of+peripheral+immune+cells+into+brain+parenchyma+after+cardiac+arrest+and+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+and+Disease%22%5BJournal%5D)">Invasion of peripheral immune cells into brain parenchyma after cardiac arrest and resuscitation.</a> Aging and Disease. 9 (3), 412-425 (2018).</li>
<li>Duan, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cervical+vagus+nerve+stimulation+improves+neurologic+outcome+after+cardiac+arrest+in+mice+by+attenuating+oxidative+stress+and+excessive+autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromodulation%22%5BJournal%5D)">Cervical vagus nerve stimulation improves neurologic outcome after cardiac arrest in mice by attenuating oxidative stress and excessive autophagy.</a> Neuromodulation. 25 (3), 414-423 (2022).</li>
<li>Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+modification+of+potassium+chloride+induced+cardiac+arrest+model+for+aged+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+and+Disease%22%5BJournal%5D)">Novel modification of potassium chloride induced cardiac arrest model for aged mice.</a> Aging and Disease. 9 (1), 31-39 (2018).</li>
<li>Shen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aging+is+associated+with+impaired+activation+of+protein+homeostasis-related+pathways+after+cardiac+arrest+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">Aging is associated with impaired activation of protein homeostasis-related pathways after cardiac arrest in mice.</a> Journal of American Heart Association. 7 (17), e009634(2018).</li>
<li>Wang, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manganese+porphyrin+promotes+post+cardiac+arrest+recovery+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Biology%22%5BJournal%5D)">Manganese porphyrin promotes post cardiac arrest recovery in mice and rats.</a> Biology. 11 (7), 957(2022).</li>
<li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+evaluation+of+a+novel+mouse+model+of+asphyxial+cardiac+arrest+revealed+severely+impaired+lymphopoiesis+after+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation.</a> Journal of American Heart Association. 10 (11), e019142(2021).</li>
<li>Li, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+the+XBP1s%2FO-GlcNAcylation+pathway+improves+functional+outcome+after+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+young+and+aged+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Activation of the XBP1s/O-GlcNAcylation pathway improves functional outcome after cardiac arrest and resuscitation in young and aged mice.</a> Shock. 56 (5), 755-761 (2021).</li>
<li>Shen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+the+ATF6+%28activating+transcription+factor+6%29+signaling+pathway+in+neurons+improves+outcome+after+cardiac+arrest+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">Activation of the ATF6 (activating transcription factor 6) signaling pathway in neurons improves outcome after cardiac arrest in mice.</a> Journal American Heart Association. 10 (12), e020216(2021).</li>
<li>Jiang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MCC950%2C+a+selective+NLPR3+inflammasome+inhibitor%2C+improves+neurologic+function+and+survival+after+cardiac+arrest+and+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">MCC950, a selective NLPR3 inflammasome inhibitor, improves neurologic function and survival after cardiac arrest and resuscitation.</a> Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 256(2020).</li>
<li>Zhao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+arrest+and+resuscitation+activates+the+hypothalamic-pituitary-adrenal+axis+and+results+in+severe+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Cardiac arrest and resuscitation activates the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and results in severe immunosuppression.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 41 (5), 1091-1102 (2021).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses.

En estudios experimentales de AC, se ha utilizado asfixia, inyecciones de cloruro de potasio o fibrilación ventricular derivada de corriente eléctrica para inducir AC 16,17,18,19,20,21,22,23. Normalmente, se requiere RCP para la reanimación en estos modelos...

El paro cardíaco (AC) sigue siendo una crisis de salud pública mundial1. Más de 356,000 casos de AC fuera del hospital y 290,000 en el hospital se reportan anualmente solo en los EE. UU., y la mayoría de las víctimas de CA tienen más de 60 años. Cabe destacar que las alteraciones neurológicas post-AC son comunes entre los sobrevivientes, y representan un desafío importante para el manejo de la AC 2,3,4,5. Para comprender los cambios patológicos cerebrales post-AC y sus efectos en los resultados neurológicos, se han aplicado diversas técnicas de monitorización neurofisiológica y de tejido cerebral en pacientes 6,7,8,9,10,11,12. Utilizando espectroscopía de infrarrojo cercano, también se ha realizado un monitoreo cerebral en tiempo real en ratas CA para predecir resultados neurológicos13.
Sin embargo, en los modelos murinos de AC, este enfoque de imagen se ha complicado por la necesidad de compresiones torácicas para restaurar la circulación espontánea, lo que siempre implica un movimiento físico sustancial y, por lo tanto, dificulta los delicados procedimientos de imagen. Además, los modelos de AC se realizan normalmente con ratones en posición supina, mientras que los ratones deben girarse a la posición prona para muchas modalidades de imágenes cerebrales. Por lo tanto, en muchos casos se requiere un modelo de ratón con un movimiento corporal mínimo durante la cirugía para realizar imágenes/monitoreo en tiempo real del cerebro durante todo el procedimiento de AC, que abarca desde antes de la AC hasta después de la reanimación.
Anteriormente, Zhang et al. informaron de un modelo de CA de ratón que podría ser útil para la obtención de imágenescerebrales 14. En su modelo, la AC fue inducida por inyecciones en bolo de vecuronio y esmolol seguidas del cese de la ventilación mecánica. Demostraron que después de 5 min de AC, la reanimación se podía lograr mediante la infusión de una mezcla de reanimación. Sin embargo, cabe destacar que el paro circulatorio en su modelo se produjo sólo unos 10 segundos después de la inyección de esmolol. Por lo tanto, este modelo no recapitula la progresión de la AC inducida por asfixia en los pacientes, incluida la hipercapnia y la hipoxia tisular durante el período previo a la detención.
El objetivo general del procedimiento quirúrgico actual es modelar la asfixia clínica de la AC en ratones, seguida de la reanimación sin compresiones torácicas. Este modelo de AC, por lo tanto, permite el uso de técnicas de imagen complejas para estudiar la fisiología cerebral en ratones15.

<table><tbody><tr><td>Adrenalina</td><td>Par Pharmaceutical</td><td>NDC 42023-159-01</td><td></td></tr><tr><td>Hisopos con alcohol</td><td>BD</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>Animal Bio Amp</td><td>ADInstrumentos</td><td>FE232</td><td></td></tr><tr><td>Transductor BP</td><td>ADInstrumentos</td><td>MLT0699</td><td></td></tr><tr><td>Bridge Amp</td><td>ADInstrumentos</td><td>FE117</td><td></td></tr><tr><td>Inyección de heparina sódica, USP</td><td>Fresenius Kabi</td><td>NDC 63323-540-05</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Covetrus</td><td>NDC 11695-6777-2</td><td></td></tr><tr><td>Monitor de perfusión Doppler</td> láser <td>Moor Instruments</td><td>moorVMS-LDF1</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de imagen por moteado láser</td><td>RWD</td><td>RFLSI III</td><td></td></tr><tr><td>Pomada lubricante para los ojos</td><td>Bausch + Lomb</td><td>339081</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip</td><td>Roboz</td><td>RS-5431</td><td></td></tr><tr><td>Sonda rectal de ratón</td><td>Physitemp</td><td>RET-3</td><td></td></tr><tr><td>Electrodo de aguja</td><td>ADInstrumentos</td><td>MLA1213</td><td>29 Ga, casquillo de 1,5 mm</td></tr><tr><td>Nitrógeno</td><td>Airgas</td><td>UN1066</td><td></td></tr><tr><td>Fibra óptica de plástico</td><td>Moor Instruments</td><td>POF500</td><td></td></tr><tr><td>Otoscopio</td><td>Welchallyn</td><td>728</td><td>2,5 mm Espéculo</td></tr><tr><td>Oxígeno</td><td>Airgas</td><td>UN1072</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de PE-10</td><td>BD</td><td>427401</td><td>Tubo de polietileno</td></tr><tr><td>Povidona yodada</td><td>CVS</td><td>955338</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 8/35</td><td>ADInstrumentos</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl (carprofeno)</td><td>Zoetis</td><td>6100701</td><td>Inyectable 50 mg/ml</td></tr><tr><td>Ventilador para animales pequeños</td><td>Kent Scientific</td><td>RoVent Jr.</td><td></td></tr><tr><td>Controlador de temperatura</td><td>Physitemp</td><td>TCAT-2DF</td><td></td></tr><tr><td>Triple antibiorico y analgésico</td><td>CVS</td><td>NDC 59770-823-56</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizador</td><td>RWD</td><td>R583S</td><td></td></tr><tr><td>0.25% bupivacaína</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-1159-18</td><td></td></tr><tr><td>Criruro de sodio 0.9%</td><td>UCI Medical</td><td>NDC 0990-7983-03</td><td></td></tr><tr><td>1 mL plástico jeringa</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>4-0 sutura de seda</td><td>Look</td><td>SP116</td><td>Seda trenzada negra</td></tr><tr><td>6-0 sutura de nylon</td><td>Ethilon</td><td>1698G</td><td></td></tr><tr><td>8,4% bicarbonato de sodio Inj., USP</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-6625-02</td><td></td></tr><tr><td>20 G catéter intravenoso</td><td>BD</td><td>381534</td><td>20GA 1,6 PULGADAS</td></tr><tr><td>30 G Aguja PrecisionGlide</td><td>BD</td><td>305106</td><td>30 G X 1/2</td></tr></tbody></table>

modelo de paro cardíaco en ratón para la obtención de imágenes cerebrales y la monitorización de la fisiología cerebral durante la isquemia y la reanimación

Mouse Cardiac Arrest Model for Brain Imaging and Brain Physiology Monitoring During Ischemia and Resuscitation

La mayoría de los sobrevivientes de paro cardíaco (AC) experimentan diversos grados de déficits neurológicos. Para comprender los mecanismos que sustentan la lesión cerebral inducida por AC y, posteriormente, desarrollar tratamientos efectivos, la investigación experimental de AC es esencial. Con este fin, se han establecido algunos modelos de CA de ratón. En la mayoría de estos modelos, los ratones se colocan en decúbito supino para realizar la compresión torácica para la reanimación cardiopulmonar (RCP). Sin embargo, este procedimiento de reanimación dificulta la obtención de imágenes/monitorización en tiempo real de la fisiología cerebral durante la AC y la reanimación. Para obtener este conocimiento crítico, el presente protocolo presenta un modelo de AC de asfixia en ratón que no requiere el paso de RCP por compresión torácica. Este modelo permite el estudio de los cambios dinámicos en el flujo sanguíneo, la estructura vascular, los potenciales eléctricos y el oxígeno del tejido cerebral desde la línea de base pre-AC hasta la reperfusión post-CA temprana. Es importante destacar que este modelo se aplica a ratones envejecidos. Por lo tanto, se espera que este modelo de AC de ratón sea una herramienta crítica para descifrar el impacto de la AC en la fisiología cerebral.

Para inducir la AC, el ratón fue anestesiado con isoflurano al 1,5% y ventilado con nitrógeno al 100%. Esta afección condujo a una bradicardia severa en 45 s (Figura 1). Después de 2 minutos de anoxia, la frecuencia cardíaca se redujo drásticamente (Figura 2), la presión arterial disminuyó por debajo de 20 mmHg y el flujo sanguíneo cerebral cesó por completo (Figura 1). A medida que se apagaba el isoflurano, la temperatura corporal ...

Este protocolo demuestra un modelo único de ratón de paro cardíaco por asfixia que no requiere compresión torácica para la reanimación. Este modelo es útil para monitorizar y obtener imágenes de la dinámica de la fisiología cerebral durante el paro cardíaco y la reanimación.

Modelo de paro cardíaco en ratón para la obtención de imágenes cerebrales y la monitorización de la fisiología cerebral durante la isquemia y la reanimación

Most cardiac arrest (CA) survivors experience varying degrees of neurologic deficits. To understand the mechanisms that underpin CA-induced brain injury ...

El paro cardíaco afecta a más de medio millón de personas en los EE. UU. cada año, lo que lleva a un deterioro de la función neurológica causado principalmente por una lesión cerebral hipóxico-isquémica. Para desarrollar mejores tratamientos, nuestro objetivo es comprender cómo el paro cardíaco afecta la fisiología del cerebro, incluido el flujo sanguíneo microcirculatorio y el uso de oxígeno, a través de la investigación experimental. Se han establecido métodos avanzados de imagen y monitorización para investigar el flujo sanguíneo cerebral después de un paro cardíaco.Sin embargo, obtener una imagen completa de la circulación cerebral durante el paro cardíaco y la reanimación temprana sigue siendo un desafío. Nuestro protocolo consiste en simular un paro cardíaco inducido por asfixia clínica en ratones, seguido de la recitación sin compresiones torácicas. Este modelo permite el uso de métodos avanzados de imagen para estudiar la fisiología cerebral en ratones a lo largo del proceso de paro cardíaco.Este modelo no requiere intervenciones quirúrgicas complejas y es relativamente más fácil de realizar. Y lo que es más importante, durante el paro cardíaco y la reanimación, los animale

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Neurociencia

Un modelo de gran alcance para los cuidados perioperatorios y críticos relacionados con la insuficiencia renal aguda se presenta. Utilizando todo el cuerpo hipoperfusión inducida por paro cardíaco, es posible reproducir casi los cambios histológicos y funcionales de la clínica AKI.

Arresto normotérmica cardiaca y reanimación cardiopulmonar: un modelo de ratón de la lesión por isquemia-reperfusión

El trauma quirúrgico induce una respuesta inflamatoria. Las citocinas y los ligandos endógenos se sabe que modulan el tamaño del infarto de miocardio después de la isquemia y la reperfusión. Se presenta una versión modificada de tórax cerrado, el modelo murino de isquemia y reperfusión con pesas colgantes para minimizar los efectos de la toracotomía.

Un murino tórax cerrado modelo de isquemia y reperfusión miocárdica

Fuente: Ouyang, Y., et al. Imágenes simultáneas de PET/MRI durante la hipoxia-isquemia cerebral en ratones. J. Vis. Exp. (2015)Este video muestra una técnica para evaluar la lesión por hipoxia cerebral a través de la tomografía por emisión de positrones (PET) y la resonancia magnética (RM) simultáneas. Un ratón anestesiado se somete a una ligadura de la arteria carótida común (CCA), lo que reduce el flujo sanguíneo a un hemisferio cerebral y lo predispone a lesiones inducidas por hipoxia. La...

Imágenes de daño cerebral inducido por hipoxia-isquemia cerebral en un modelo de ratón

Oclusión de la carótida bilateral junto con hipotensión sistémica produce isquemia cerebral global en la rata, lo que resulta en daños en el hipocampo con la gravedad reproducibles. Temas de animales se deterioran con patrones predecibles de daño cerebral, que se recuperan convenientemente, y las tasas de mortalidad son relativamente bajos.

2 vasos Oclusión / Hipotensión: un modelo de rata de isquemia cerebral global

Monitorización de la perfusión cerebral se ha demostrado para mejorar la precisión en modelos de ictus isquémicos. Las dificultades técnicas a menudo limitan el uso de esta herramienta esencial para la investigación cerebrovascular. En este vídeo, un sistema optimizado se muestra para obtener una monitorización hemodinámica única o multi-sitio durante la oclusión intraluminal de la arteria cerebral en ratas.

Sistema optimizado para la monitorización de la perfusión cerebral en el modelo de rata de Carrera intraluminal oclusión arteria cerebral media

Describimos cómo realizar imágenes de resonancia magnética y PET del corazón del ratón. El protocolo está diseñado para evaluar la eficacia del tratamiento en modelos de infarto de miocardio e insuficiencia cardíaca.

Resonancia magnética y PET en modelos de ratón de infarto de miocardio

El objetivo de este protocolo es evaluar el aturdimiento miocárdico tras un paro cardiopléjico isquémico en roedores.

Murino Aislado Modelo Corazón de aturdimiento miocárdico asociado a paro cardioplégico

El método presentado aquí utiliza simultánea tomografía por emisión de positrones y la resonancia magnética. En el modelo de hipoxia-isquemia cerebral, cambios dinámicos en el metabolismo de la glucosa y de difusión se producen durante y después de la lesión. El daño en evolución e irreproducible en este modelo requiere la adquisición simultánea si los datos de imágenes multimodales significativas son a adquirir.

Simultánea de imágenes PET / RM Durante cerebral del ratón hipoxia-isquemia

Un modelo murino de isquemia-reperfusión cerebral es establecido para investigar la patofisiología del accidente cerebrovascular. Distal, ligar la arteria cerebral media derecha y la arteria carótida común derecha y restablecer el flujo sanguíneo después de 10 o 40 min de isquemia.

Oclusión de los vasos dos ratón modelo de isquemia-reperfusión Cerebral

Este protocolo describe el modelo de isquemia cerebral focal transitoria en ratones a través de la oclusión intraluminal de la arteria cerebral media. Además, se muestran ejemplos de evaluación de resultados mediante resonancia magnética y pruebas de comportamiento.

Modelo de oclusión transitoria de la arteria cerebral media de accidente cerebrovascular

Aprende un modelo de paro cardíaco por asfixia en ratón para estudiar la fisiología cerebral durante la isquemia y reanimación sin necesidad de compresiones torácicas.

Modelo de paro cardíaco en ratón para la obtención de imágenes cerebrales y la monitorización de la fisiología cerebral durante la isquemia y la reanimación (Video) | JoVE Journal

Modelo de paro cardíaco en ratón para la obtención de imágenes cerebrales y la monitorización de la fisiología cerebral durante la isquemia y la reanimación

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