Summary

지주막 하 출혈의 생쥐 모델

Published: November 21, 2013
doi:

Summary

윌리스 천공의 관내 서클 지주막 하 출혈의 표준화 된 마우스 모델을 설명한다. 선박 천공 및 지주막 하 출혈은 두개 내 압력 모니터링에 의해 모니터링된다. 또 각종 중요한 파라미터는 기록 및 생리적 조건을 유지하도록 제어된다.

Abstract

이 비디오 발행물에서 지주막 하 출혈 (SAH)의 표준화 된 마우스 모델을 제시한다. 출혈은 윌리스의 천공 (CWP)의 혈관 내 서클에 의해 유도 및 두개 내압 (ICP) 모니터링에 의해 입증된다. 이에 동맥 순환을 둘러싼 막밑 공간 및 소뇌에서 균열 균질 혈액 분포가 달성된다. 체온, 전신 혈압, 심박수, 및 헤모글로빈 포화 : 동물 생리학은 삽관, 기계 환기, 다양한 생리 학적 및 심혈관 파라미터의 연속 온라인 모니터링에 의해 유지된다. 따라서 대뇌 관류 압력이 단단히 extravasated 혈액의 적은 변수 볼륨의 결과를 모니터 할 수 있습니다. 이 생쥐의 혈관 필라멘트 천공의 더 나은 표준화를 허용하고 모든 모델은 높은 재현성 있습니다. 따라서 야생 유형과 유전학의 약리학 적 및 병리 생리 학적 연구를 위해 쉽게 사용할 수 있습니다LY 쥐를 변경.

Introduction

SAH 환자를위한 가장 유익한 결과에 뇌졸중 서브 타입입니다 : 환자의 40 %는 출혈 후 1 개월 이내에 사망하고 생존자는 거의 임상 적으로 유리한 결과가 없습니다.

자연 SAHs (80 %)의 대다수는 대부분 동맥, 기저 동맥과 중대 뇌동맥 (MCA) 2 통신 전방과 후방을 따라 위치한 두개 내 동맥류의 파열에 의해 발생합니다.

이러한 동맥류는 동물 모델하기가 어렵습니다 때문에 SAH의 동물 모델은 하나 지주막 하 공간 / 대뇌 심실로 또는 지주막 혈관의 혈관 천공에 의해 혈액의 주입에 의해 수행된다.

혈액량은 직접 3을 제어 할 수 Cisterna의 마그나로자가 혈액 주입이 수행하기 쉽고 재현성이다. 불행하게도 SAH의 병태 생리의 일부 측면은, 예를 들어혈관 손상이 절차에 의해 모델링 할 수 없습니다. SAH의 유도를위한 또 다른 기술 방식은 수조 내 정맥 4의 시작입니다.

그러나, MCA 지점에서 관내 CWP 모델 인간의 병태 생리에 가장 가까운 5 절차로 나타납니다. 방법은 Veelken와 동료 6,7 의해 Bederson 및 동료와 동시에 개발되어 제 래트에서 설명 하였다. 나중에 관내 천공 모델은 마우스 8,9에 적응했다. 필라멘트는 외부 경동맥 (ECA)에 삽입하고 내 경동맥 (ICA)를 통해 두개골 바닥으로 전진된다. MCA의 분기점에서 필라멘트는 배를 관통하고 및 두개골 바닥에서 지주막 하 공간에 출혈을 유도한다. 혈액은 균열 및 혈관을 따라 잔존 막밑 공간으로 분배한다. 출혈은 천공 부위에 혈전 형성에 의해 중지,하지만 rebleedings, 어있다무형 문화 유산 환자 10 발생할 수 있습니다 종종 해로운. 따라서, 혈관 필라멘트 모델은 지난 몇 년 동안 널리 사용 SAH 모델이되었다. 필라멘트 천공 모델의 가장 자주 언급 한 단점은 출혈 볼륨이 직접 제어 될 수없고, 따라서 가변 될 수 있다는 것이다. 이 변화는 크게 동물 생리학 및 사후 출혈성 ICP의 엄격한 제어에 의해 감소​​ 될 수있다.

마우스는 유전자 변형 종자의 큰 숫자가 사용할 수있는 큰 장점이 있습니다. 그러나, 작은 크기로 수술 과정이 더 큰 종, 예를 들면 래트 또는 토끼에서보다 더 복잡한 경향이있다. 따라서 생쥐 래트 위해 개발 기술의 다운 스케일링은 종종 마우스 헤모글로빈 포화 및 심박수 모니터링 매우 제한된 체중과 혈액 부피 비 침습적 혈압과 혈액 가스 분석을위한 기술뿐만 아니라이 같은 원하는 결과로 이어질없는가능한 적용되어야한다. 따라서, 현재 출판의 목표는 생쥐의 SAH의 필라멘트 천공 모델을 설명하는이 모델은 표준화되고 재현성이 높은 방식으로 수행 할 수있는 방법을 설명하는 것입니다.

Protocol

모든 수술은 윤리적 검토를 실시하고 바이에른 북부의 정부 (참조 번호 : 55.2-1-54-2532.3-13-13 및 -2532-136-11)에 의해 승인되었다. 동물은 약 ​​25 g의 체중을 가진 남성 C57BL / 6 마​​우스입니다. 1. 동물 준비 챔버에 마우스를 넣어 마취를 유도한다. 동물이 의식을 잃을 때까지 5 % 이소 플루 란과 챔버를 세척합니다. 복강 예 혼합 마취제를 주입 : 펜타닐 (0.05 ㎎ / …

Representative Results

사망 수술 기술이 숙달되면 절차는 수술 사망률을 유도하지 않습니다. 또한 출혈은 거의 모든 동물에서 달성 될 수있다. 수술 후 사망률은 대부분의 동물은 수술 후 (그림 5) 1 일에 죽어 가고 30~40%입니다. ICP는 SAH 후 값 출혈 전에 ICP은 약 4 mmHg로합니다. 최대 120 mmHg로에 ICP의 급격한 증가에 결과를 출혈. ICP 값은 5 분으로 약 …

Discussion

SAH 후 처리 옵션이 부족하고 대부분 효력이없는 수 있습니다. 따라서 사후 출혈성 뇌 손상의 병태 생리 더욱 새로운 치료 표적을 식별하고 새로운 치료 방법을 개발하기 위해 이해되어야한다. 표준화 및 유전자 변형 동물 즉, 마우스, 잘 재생 가능한 동물 모델은 조사를 위해 매우 중요하다. 그것은 밀접하게 인간의 병태 생리와 유사한으로 CWP 모델은 SAH를위한 널리 사용되는 모델이되고 있…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

현재의 연구는 Solorz – 잭은 연구 재단에 의해 투자된다.

Materials

Equipment
operation microscope Leica KL2500
isoflurane vaporizer Harvard Instruments Continuous Flow Vaporizer
respirator Hugo Sachs Minivent 845
microcapnograph Hugo Sachs Type 340
temperature controller FHC DC Temperature Controller
dental drill Paggen Labset- N
ICP monitor Codman ICP monitor
blood pressure monitor AD Instruments Bridge Amp FE221
syringe pump World Precision Instruments SP101IZ
pulsoximeter Kent Scientific MouseSTAT
LDF Perimed Periflux 5000
analog data monitor AD Instruments Power Lab 16/35
Material
cement for ICP probe fixation Speiko Carboxylate cement
glue for LDF probe fixation Bob Smith Industries Cyanoacrylate glue (Maxi Cure and Insta Set)
venous catheter Johnson & Johnson Jelco winged i.v. catheter; REF 4076 modified intubation tube
tubing for femoral catheter Smiths Medical Fine Bore Polythene Tubing; ID 0.28 mm OD 0.61 mm; REF 800/100/100 cut to 30 cm length
filament for vessel perforation Ethicon Prolene 5-0 cut to 12 mm length
surgical equipment Fine Scientific Instruments forceps medical #5, vessel scissors 8 cm, microclip 4 mm jaw

Referencias

  1. Cahill, J., Zhang, J. H. Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction. Stroke. 40, 86-87 (2009).
  2. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369, 306-318 (2007).
  3. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).
  4. Altay, T., et al. A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice. J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).
  5. Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).
  6. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26, 1086-1091 (1995).
  7. Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26, 1279-1283 (1995).
  8. Kamii, H., et al. Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase. Stroke. 30, 867-871 (1999).
  9. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).
  10. Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage. Stroke. 25, 1342-1347 (1994).
  11. Thal, S. C., Plesnila, N. Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice. J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).
  12. Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats. Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5 (2012).
  13. Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?. Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).
  14. Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model. J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).
  15. Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage. Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).

Play Video

Citar este artículo
Schüller, K., Bühler, D., Plesnila, N. A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage. J. Vis. Exp. (81), e50845, doi:10.3791/50845 (2013).

View Video