Summary

Préparation d'une souris Awake pour l'enregistrement des réponses de neurones et l'injection de traceurs

Published: June 26, 2012
doi:

Summary

La caractérisation électrophysiologique des réponses neuronales est important pour comprendre le fonctionnement du cerveau et pour guider la mise en place de colorants pour voie de traçage. Cependant, de nombreuses études sont réalisées chez des animaux anesthésiés. Pour comprendre le fonctionnement du cerveau sans anesthésie, nous avons développé une méthode pour enregistrer les propriétés de réponse de neurones et d'injecter des colorants chez la souris éveillée.

Abstract

Il est bien connu que l'anesthésie modifie les propriétés de réponse de neurones dans différentes régions du cerveau. 13. Dans le système auditif, les propriétés fondamentales de la réponse neurones du tronc cérébral, y compris seuil, la spécificité de fréquence, et des bandes latérales inhibitrices sont modifiées de façon significative sous anesthésie 1-2. Ces observations invité physiologistes à chercher des moyens d'enregistrer à partir de neurones isolés, sans les effets contaminants de l'anesthésie. Un résultat a été une préparation décérébrée, où le tronc cérébral a été complètement sectionné au niveau du mésencéphale 4. Les inconvénients de cette préparation sont une chirurgie redoutable, l'élimination de descendre les projections de l'prosencéphale, et une incapacité à utiliser la stimulation sensorielle d'examiner les structures au-dessus du mésencéphale. Une stratégie différente a été d'implanter des réseaux d'électrodes de façon chronique à enregistrer à partir de neurones isolés et des grappes plusieurs unités alors que l'animal est éveillé et / ou de se comporter 5,6 </sup>. Ces techniques ne sont cependant pas compatible avec l'injection de traceurs colorants après la première électrophysiologiquement caractériser une structure du cerveau. Pour éviter toute altération des propriétés de réponse de neurones avec des anesthésiques lors de l'enregistrement des propriétés de réponse électrophysiologique de neurones isolés, nous avons adapté une technique utilisée depuis longtemps appuie-tête des chauves-souris à la souris 7-9 10-12. En utilisant cette méthode, nous sommes en mesure de procéder à des enregistrements électrophysiologiques sur plusieurs jours chez la souris non anesthésié. A la fin des sessions d'enregistrement, on peut alors injecter un colorant à reconstruire les positions d'électrodes et des sites d'enregistrement ou d'injecter un traceur afin que les voies vers et à partir des loci d'enregistrement peut être déterminée. Cette méthode permet de bien isolées enregistrements d'un seul neurone sur plusieurs jours sans que les anesthésiques utilisation.

Protocol

1. Vue d'ensemble d'appui-tête Pour assembler un custom-built tête-post, insérer un 1/16 "en acier inoxydable rouleau broches perpendiculairement dans un trou percé dans un 3/32" tige en acier inoxydable pour former une croix. La pièce verticale de la tête-poste doit être d'environ 20 mm et la pièce transversale horizontale d'environ 15 mm. Appuyez sur une extrémité de la tige verticale à accepter une vis n ° 1-72. (Fig. 1). Au …

Discussion

L'avantage du système appuie-tête-poste pour des expériences électrophysiologiques et neuroanatomiques chez la souris, c'est que les expériences peuvent être réalisées avec non anesthésiés, les souris éveillées, élimination de la contamination potentielle due à la réponse des médicaments anesthésiques. En outre, la mise en place peut être utilisé sur plusieurs jours pour permettre une utilisation plus efficace des animaux.

La plupart des composants pour la tête-ap…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Soutenu par la NSF subvention 0920060, NIH DC004395, NHMRC subvention 1009482, NSW Bureau de la science et de la recherche médicale, et la Passe Garnett et Rodney Williams Memorial Foundation.

Materials

Name Company Catalogue number Comments
Etch gel for cleaning skull prior to dental cement Henry Schein 101-5396 12/pk with 1.2 mL syringes
Primer for dental cement Kerr Optibond 25881 8 mL bottle
Adhesive for dental cement Kerr Optibond 25882 8 mL bottle
Applicators for dental cement Kerr Optibond 24680 200/pk
Dental Cement Charisma, Heraeus Kulzer 66000085 4gm Syringe Refill
Tungsten Rod (Ground Pin) A-M Systems 717200 0.010″ diameter
Economy UV Curing Light Henry Schein CU-80  
Head-post Built in-house    
Mounting bar Built in-house    
Mounting block Built in-house    
Stereotaxic Frame David Kopf Instruments 902  
Mouse and Neonatal Rat Adaptor Stoelting 51625  
Deltaphase Isothermal Pad Braintree Scientific, Inc. 39DP  

References

  1. Evans, E. F., Nelson, P. G. The responses of single neurones in the cochlear nucleus of the cat as a function of their location and the anaesthetic state. Exp. Brain Res. 17, 402-427 (1973).
  2. Joris, P. X. Response classes in the dorsal cochlear nucleus and its output tract in the chloralose-anesthetized cat. J. Neurosci. 18, 3955-3966 (1998).
  3. Populin, L. C. Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus. J. Neurosci. 25, 5903-5914 (2005).
  4. Young, E. D., Brownell, W. E. Responses to tones and noise of single cells in dorsal cochlear nucleus of unanesthetized cats. J. Neurophysiol. 39, 282-300 (1976).
  5. Donoghue, J. P. Contrasting properties of neurons in two parts of the primary motor cortex of the awake rat. Brain Res. , 333-3173 (1985).
  6. Westby, G. W., Wang, H. A floating microwire technique for multichannel chronic neural recording and stimulation in the awake freely moving rat. J. Neurosci. Methods. 76, 123-133 (1997).
  7. Suga, N., O’Neill, W. E., Manabe, T. Cortical neurons sensitive to combinations of information-bearing elements of biosonar signals in the mustache bat. Science. 200, 778-781 (1978).
  8. O’Neill, W. E., Suga, N. Target range-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat. Science. 203, 69-73 (1979).
  9. Suga, N., O’Neill, W. E., Manabe, T. Harmonic-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat. Science. 203, 270-274 (1979).
  10. Portfors, C. V., Felix, R. A. 2nd Spectral integration in the inferior colliculus of the CBA/CaJ mouse. Neurosciences. , 136-1159 (2005).
  11. Felix, R. A., Portfors, C. V. Excitatory, inhibitory and facilitatory frequency response areas in the inferior colliculus of hearing impaired mice. Hear Res. 228, 212-229 (2007).
  12. Portfors, C. V., Jonson, K. G., Roberts, P. D. Over-representation of species-specific vocalizations in the awake mouse inferior colliculus. Neurosciences. 162, 486-500 (2009).
  13. Franklin, K. B. J., Paxinos, G. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).
check_url/fr/3755?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Muniak, M. A., Mayko, Z. M., Ryugo, D. K., Portfors, C. V. Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers. J. Vis. Exp. (64), e3755, doi:10.3791/3755 (2012).

View Video