Summary

Endotrakeal intubering i Mus<em> Via</em> Direkte Laryngoskopi Bruke en Otoskop

Published: April 05, 2014
doi:

Summary

Vi har utviklet en enkel, pålitelig, og relativt billig metode for endotrakeal intubasjon hos mus via direkte laryngoskopi ved hjelp av en Otoskop med en 2,0 mm spekulum. Denne teknikken er atraumatisk og kan anvendes for gjentatte målinger i kroniske eksperimenter. Vi synes det er bedre enn trakeostomi eller tidligere rapportert nonsurgical teknikker.

Abstract

Mus, både villtype og transgene, er rektor pattedyr modell i biomedisinsk forskning i dag. Intubasjon og mekanisk ventilasjon er nødvendig for hele dyreforsøk som krever kirurgi etter dype anestesi eller målinger av lungefunksjonen. Trakeostomi har vært standard for intubering luftveiene hos disse mus for å tillate mekanisk ventilasjon. Orotracheal intubasjon er blitt rapportert, men har ikke blitt brukt i mange studier på grunn av den betydelige tekniske vanskeligheter eller et krav for høyt spesialisert og kostbart utstyr. Her rapporterer vi en teknikk for direkte laryngoskopi ved hjelp av en otoscope utstyrt med en 2,0 mm spekulum og ved hjelp av en 20 G intravenøs kateter som en endotrakeal tube. Vi har brukt denne teknikken i stor utstrekning og pålitelig å intubere og gjennomføre nøyaktige vurderinger av lungefunksjon hos mus. Denne teknikken har vist seg trygge, med egentlig ingen dyr tap i erfarne hender. Dessuten, denne teknikkenkan brukes for gjentatt studier av mus i kroniske modeller.

Introduction

Laboratoriet musen har fortrengt nesten alle arter som rektor pattedyr modell av biologi og patobiologi. Laboratoriet musen er de minste pattedyrarter som har vært tydelig og omfattende vist seg å være av verdi som en modell for menneskelig sykdom og har vist seg uvurderlig i fremskritt i vår forståelse av menneskets biologi og sykdom. Den korte drektighetsperiode og vesentlig lavere kostnader har gjort at utvikling og studier av null og transgene mus som et vanlig verktøy i biomedisinsk forskning. Imidlertid er størrelsen av den gjennomsnittlige laboratoriemus (20-25 g) begrenset deres studier i fysiologisk eller kirurgisk baserte undersøkelser, og følgelig noen forskere studere større pattedyr-arter. Et hinder for å bruke mus i disse studiene er vanskelighetene ved intubasjon teknikker som ville tillate fysiologiske målinger eller omfattende kirurgiske prosedyrer under dyp narkose. Trakeostomi en har blitt brukt som en standard technique stedet for intubasjon på grunn av den større enkelhet i denne teknikken, og beskjeden dyktighet som kreves. Imidlertid er trakeostomi ikke bidrar til kroniske eller gjenopprettings studier ved kirurgi; således, er det begrenset til akutte eksperimenter. Trakeostomi kan også være en forvirrende variabel i forskning hvor betennelsen eller sensitive fysiologiske reflekser er viktig.

Våre laboratorie har forsøkt fleste av teknikkene som er beskrevet av andre forskere, og fant dem utilstrekkelig for en rekke grunner. Trakeostomi er altfor traumatisk og induserer blødning og luftveier betennelse. Mye mer problematisk er at det ikke kan være praktisk mulig gjentas. Mange relativt invasiv teknikker som krever en beskjeden investering i utstyr er ikke tilstrekkelig pålitelig. Andre teknikker krever dyrt utstyr som er vanskelig å rettferdiggjøre uten å vite om utstyret vil fungere i et bestemt program. Dermed forsøkte vi å utvikle en nontraumatic teknikk som kreves ikke mer thå en moderat investering i spesialisert utstyr, kan oppnås raskt og pålitelig kan repeteres i kroniske modeller, og kan brukes i et stort antall dyr. Her kan vi rapportere en slik teknikk.

Protocol

En. Animal Forberedelse Skaff mus som er eldre enn 8 uker, og mer enn 20 g (mindre mus kan intuberes av en ekspert). Anestesi Injisere mus med 20 mg / kg hver, av ketamin og xylazin intraperitonealt som en preoperativ anestesi. (Denne dosen er utilstrekkelig til fullt bedøve musa, men letter sikker overføring, etter intubering, til mekanisk ventilasjon.) Kan imidlertid justering av doser være nødvendig i henhold til narkosen respons i samråd med den institusjonelle veterinær.) <l…

Representative Results

Intubasjon med ovennevnte teknikken er pålitelig og rask. Den aktuelle plasseringen av endotrakealtuben er lettest verifisert ved å observere utløpt gass boblende fra neddykket ekspiratorisk lem av av ventilatorkretsen (vanligvis i en PEEP felle) og negative nedbøyninger på en luftveistrykk tracing (Figur 1). De negative blokkeringer på luftveistrykk sporing er den mest pålitelige. Andre har brukt bevegelse av en liten væskedråpe i intravenøse slanger som er koblet til den ekspiratoriske venti…

Discussion

I denne rapporten beskriver vi en enkel og pålitelig teknikk for å intubere mus som er nontraumatic og kan brukes flere ganger i samme dyr. Denne teknikken kan oppnås med enkle laboratorium eller medisinsk utstyr som kan kjøpes for en beskjeden sum. Teknikken med direkte laryngoskopi, opprinnelig rapportert av Hastings og kolleger til 4, kan også brukes for en rekke formål, men først og fremst for å levere nøyaktig teststoffer på det nedre luftveier. Vi har funnet denne teknikken bedre enn de som er…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

En Merit Grant fra Department of Veteran Affairs og en T32-HL098062 stipend fra NHLBI av National Institutes of Health støttet dette arbeidet. Vi ønsker å takke for råd av Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. og råd og støtte fra Veterinary Medical Unit av VA San Diego Healthcare System.

Materials

Operating Otoscope Head Welch Allyn 21700  $188.98
Otoscope Handle Welch Allyn 71000  $112.20
Reuseable Speculum Welch Allyn 22002  $ 3.98
Fine Forceps Miltex 18-779  $107.18
Small clamp stand to hold otoscope
Optional Equipment
Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling) Summit Medical $3,000
Flexivent (Animal Ventilator) SCIREQ $35,000
Supplies
Intravenous catheter (20 ga x 1 inch) BD 381233  $  9.62
Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft Intramedic, Clay-Adams 427401  $115.70
Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle) Butler 23061  $10.00
Xylazine (100 ml bottle) Vedco 24105  $20.00
Isoflurane (250 ml bottle)  $15.00
vecuronium bromide 10 mg/10 ml Pfizer NDC 0069-0094-01 $15.00

References

  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
  2. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).
  3. Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
  4. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
  5. Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
  6. Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).
  7. Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).
  8. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab. 41, 128-135 (2007).
  9. Boll, H., et al. High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation. J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).
  10. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  11. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).
  12. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).
  13. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).
  14. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).
  15. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  16. De Vleeschauwer, S. p. I., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).
  17. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).
  18. Singer, T., et al. Left-sided mouse intubation: description and evaluation. Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).
check_url/fr/50269?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Thomas, J. L., Dumouchel, J., Li, J., Magat, J., Balitzer, D., Bigby, T. D. Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope. J. Vis. Exp. (86), e50269, doi:10.3791/50269 (2014).

View Video