Summary

ダイナミックな相互作用の3次元構造解析のための相関顕微鏡

Published: June 24, 2013
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Summary

我々は高速3D生細胞の蛍光顕微鏡および高分解能低温電子断層撮影法を組み合わせた相関顕微鏡法を記載している。我々はダイナミックイメージング、宿主HeLa細胞との相互作用小HIV-1粒子による相関法の能力を実証する。

Abstract

クライオ電子線トモグラフィー(cryoET)が近い対生理状態1の分子分解能で細胞構造の3次元可視化を可能にします。しかし、cryoETとの宿主細胞環境内の個々のウイルスの複合体の直接可視化は、特にHIV-1の場合には、ウイルスの侵入のまれと動的な性質のために、2に挑戦ている。タイムラプスライブセルイメージングは、HIV-1 3-7のライフサイクルの様々な側面についての多くの情報が得られているが、生きた細胞の顕微鏡検査によって得られる分解能は(〜200 nm)で制限されています。私たちの仕事は、生細胞蛍光顕微鏡、低温蛍光顕微鏡、およびcryoETを組み合わせることにより、HIV-1感染の初期のイベントの直接可視化を可能に相関法を開発することを目的とした。このようにして、生細胞とクライオ蛍光シグナルを正確にcryoETにおけるサンプリングを導くために使用することができる。さらに、構造情報はcryoET缶Bから得られeは、蛍光標識された標的の生細胞イメージングを通じて得ダイナミック機能データで補完。

このビデオの記事では、我々は、HIV-1と3D相関高速ライブセルイメージングと高解像度cryoET構造解析を用いた宿主細胞の相互作用の構造的な調査のための詳細な方法とプロトコルを提供します。 HIV-1粒子に感染したHeLa細胞を、生細胞の共焦点顕微鏡法によって特徴付けられた第一及びそのウイルス粒子を含む領域は、その後、3次元構造の詳細については、低温電子断層撮影法によって分析した。撮像データは、光学撮像と電子撮像、の2つのセットの間の相関が自作低温蛍光顕微鏡ステージを使用して達成された。ここで詳述アプローチは、ウイルス宿主細胞の相互作用の研究のためだけでなく、そのような細胞シグナル伝達、膜受容体の輸送、および他の多くの動的な細胞プロセスのような細胞生物学の広範な用途に限らず、貴重であろう。</ P>

Introduction

クライオ電子線トモグラフィー(cryoET)は細胞や組織の三次元(3D)の可視化を可能にし、クローズに生理的状態1の分子分解能でネイティブ小器官と細胞構造の組織に洞察力を提供する強力なイメージング技術である。しかしながら、それらの放射線感受性と組み合わせた染色凍結水和した検体の本質的に低いコントラストは難しい細胞内の関心のある領域を特定し、続いて標的領域に損傷を与えることなく、正常に傾斜シリーズを行うことができる。これらの問題を克服するために、光学および電子顕微鏡法を組み合わせた相関アプローチが必要である。蛍光標識によって強調され、特定の機能を特定し、蛍光顕微鏡で配置した後、それらの座標は、高解像度の3D構造データの取得のための電子顕微鏡に転送されます。この相関方法は、標的を見つけるのに役立ちます対処すべき関心のREAS。電子顕微鏡(<300 nm)を有する試料の厚さに制限があるため、現在のセルの周辺領域のみがCryoETによる3次元構造解析に適している。さらに8を区画またはクライオ集束イオンビーム(FIB)加工9によって相関イメージングの能力を拡大する硝子によって凍結された水和試験片の厚さを減らすことができます。

以前は、相関の方法は、主に大規模な静的構造10-13用cryoETデータ収集を容易にするために使用された。これらの研究では、クライオステージは電子顕微鏡グリッドを受け入れ、正立顕微鏡や倒立顕微鏡10,11,14いずれかに適合するように実装されています。グリッドを切り替えると、そのデザインにかなり簡単に見えますが、EMグリッドのために必要な手順を転送するグリッドが、変形破損及び汚染される可能性があるという可能性を高め、追加があります。我々は最近の技術進歩を実証私たちが直接そのようなHIV-1と感染15の初期段階での宿主細胞の相互作用などの性質によって捕捉することが困難である動的なイベントを、視覚化することができ相関顕微鏡。そこで我々は、相関を容易にする、グリッド取り扱いによる試料の損傷を最小限に抑えるためにカートリッジシステムを適合させるクライオ光学顕微鏡の試料ステージの設計および実装することによって、これを達成した。私たちの設計では、両方のクライオ光と低温電子顕微鏡法は、このようにして相関処理を合理化し、試料移送することなく、同一の試料ホルダ上に、順次、行うことができるように、統合された試料カートリッジホルダを備えている。さらに、我々はまた、基準マーカーとして蛍光ラテックスビーズを用いて正確かつ信頼性の高い相関手順を実施した。

Protocol

1。カーボンコーティングされた上でのHeLa細胞培養、ゴールドEMファインダーグリッドグロー放電25秒25ミリアンペア下200メッシュR2 / 2 Quantifoil金EMファインダーグリッドの炭素側。 コー​​トフィブロネクチンとEMグリッドは、カーボン側、それを下に浮かんで、50μgの/ mlのフィブロネクチン溶液を40μlの液滴にし、組織培養フード内で2時間、UV光の下でそれを消毒。 プ?…

Representative Results

ウイルス粒子の動的挙動を特徴づけるために、HIV-1に感染したHeLa細胞を、高速共焦点生細胞顕微鏡によって撮像され、粒子の動きは、自動化された3次元粒子追跡( 図1)によって分析した。最後の共焦点ライブセルイメージとプランジ凍結(相関HIV-1粒子を失うことに十分な長さであるかもしれない)、クライオ蛍光顕微鏡ステージ( 図3のコレクションの間に発生?…

Discussion

我々はcryoET続いタイムラプス共焦点、生細胞蛍光イメージングを用いた動的な細胞事象を分析するための高度な相関的アプローチを提供するために、プロトコルの簡単なセットを提示している。高解像度のcryoETで3D生細胞イメージングを相関する我々の方法論の開発は多くの困難な生物学などの(非静的、以前に報告されているように)、稀な動的可視などの問題、および回折限界ウイルス?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者は技術のために低温蛍光試料ステージ、中国科学技術大学のChangluタオとチェン徐の建設のためにトラビスウィーラーと細胞生物学科機械工場や生理学、ピッツバーグ大学に感謝したいと思います案内、原稿の重要な読書のための博士テレサBrosenitsch。この作品は、国立衛生研究所(GM082251&GM085043)によってサポートされていました。

Materials

Reagents
DMEM 4.5 g/L Glucose w/ L-Glutamine Atlanta Biologicals, Inc. Lawrenceville, GA 12-604F  
Fibronectin Sigma, St. Louis, MO F1141-1MG HeLa cell culture on EM grids
Cell tracker Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA C34552 Red CMTPX
Protein A gold conjugates Ted Pella, Inc., Redding, CA 15822-1 15 nm diameter
0.2 μm fluorescent microspheres Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA F8811 Yellow-green fluorescent
Heat-inactivated fetal calf bovine serum Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA 10082-139  
Penicillin-Streptomycin Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA 15140-122  
Glass-bottom culture dish MatTek Corporation P35G-1.5-14-C  
Gold quantifoil finder EM grids Quantifoil Micro Tools, Jena, Germany R2/2 Au NH2 200 mesh  
PBS Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA 70011-044  
Equipment
Glow-discharge device 100X EMS, Hatfield, PA    
Tecnai Polara G2 electron microscope with a Field Emission Gun FEI, Hillsboro, OR   300 keV
Vitrobot Mark III FEI, Hillsboro, OR    
Olympus IX 71 microscope Olympus America Inc., Center Valley, PA   LUCPlanFLN 40X/0.6 NA (2.7-4 mm working distance) objective lens
Nikon TiE microscope Nikon Instruments, Melville, NY   using a 60X/1.35 NA oil immersion objective lens
Sweptfield confocal microscope Prairie Technologies, Middleton, WI    
Tokai Hit live cell chamber Tokyo, Japan    
Cryo-fluorescence sample stage Home-made   Homebuilt by machine shop, see reference 15 for the design.

References

  1. Leis, A., Rockel, B., Andrees, L., Baumeister, W. Visualizing cells at the nanoscale. Trends in Biochemical Sciences. 34, 60-70 (2009).
  2. Maurer, U. E., Sodeik, B., Grunewald, K. Native 3D intermediates of membrane fusion in herpes simplex virus 1 entry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 10559-10564 (2008).
  3. McDonald, D., et al. Visualization of the intracellular behavior of HIV in living cells. The Journal of Cell Biology. 159, 441-452 (2002).
  4. Arhel, N., et al. Quantitative four-dimensional tracking of cytoplasmic and nuclear HIV-1 complexes. Nature Methods. 3, 817-824 (2006).
  5. Gousset, K., et al. Real-time visualization of HIV-1 GAG trafficking in infected macrophages. PLoS Pathogens. 4, e1000015 (2008).
  6. Jouvenet, N., Bieniasz, P. D., Simon, S. M. Imaging the biogenesis of individual HIV-1 virions in live cells. Nature. 454, 236-240 (2008).
  7. Koch, P., et al. Visualizing fusion of pseudotyped HIV-1 particles in real time by live cell microscopy. Retrovirology. 6, 84 (2009).
  8. Zhang, P., et al. Direct visualization of receptor arrays in frozen-hydrated sections and plunge-frozen specimens of E. coli engineered to overproduce the chemotaxis receptor Tsr. Journal of Microscopy. 216, 76-83 (2004).
  9. Wang, K., Strunk, K., Zhao, G., Gray, J. L., Zhang, P. 3D structure determination of native mammalian cells using cryo-FIB and cryo-electron tomography. Journal of Structural Biology. 180, 318-326 (2012).
  10. Sartori, A., et al. Correlative microscopy: bridging the gap between fluorescence light microscopy and cryo-electron tomography. Journal of Structural Biology. 160, 135-145 (2007).
  11. Schwartz, C. L., Sarbash, V. I., Ataullakhanov, F. I., McIntosh, J. R., Nicastro, D. Cryo-fluorescence microscopy facilitates correlations between light and cryo-electron microscopy and reduces the rate of photobleaching. Journal of Microscopy. 227, 98-109 (2007).
  12. van Driel, L. F., Valentijn, J. A., Valentijn, K. M., Koning, R. I., Koster, A. J. Tools for correlative cryo-fluorescence microscopy and cryo-electron tomography applied to whole mitochondria in human endothelial cells. European Journal of Cell Biology. 88, 669-684 (2009).
  13. Rigort, A., et al. Micromachining tools and correlative approaches for cellular cryo-electron tomography. Journal of Structural Biology. 172, 169-179 (2010).
  14. Gruska, M., Medalia, O., Baumeister, W., Leis, A. Electron tomography of vitreous sections from cultured mammalian cells. Journal of Structural Biology. 161, 384-392 (2008).
  15. Jun, S., et al. Direct visualization of HIV-1 with correlative live-cell microscopy and cryo-electron tomography. Structure. 19, 1573-1581 (2011).
  16. Dubochet, J., et al. Cryo-electron microscopy of vitrified specimens. Quarterly Reviews of Biophysics. 21, 129-228 (1988).
  17. Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD. Journal of Structural Biology. 116, 71-76 (1996).
  18. Whitfield, M. L., et al. Identification of genes periodically expressed in the human cell cycle and their expression in tumors. Molecular Biology of the Cell. 13, 1977-2000 (2002).
  19. Agronskaia, A. V., et al. Integrated fluorescence and transmission electron microscopy. Journal of Structural Biology. 164, 183-189 (2008).
  20. Marko, M., Hsieh, C., Schalek, R., Frank, J., Mannella, C. Focused-ion-beam thinning of frozen-hydrated biological specimens for cryo-electron microscopy. Nature Methods. 4, 215-217 (2007).
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Citer Cet Article
Jun, S., Zhao, G., Ning, J., Gibson, G. A., Watkins, S. C., Zhang, P. Correlative Microscopy for 3D Structural Analysis of Dynamic Interactions. J. Vis. Exp. (76), e50386, doi:10.3791/50386 (2013).

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