Summary

Metabólicas etiquetado de repeticiones ricas en leucina quinasas 1 y 2 con Radioactive Fosfato

Published: September 18, 2013
doi:

Summary

Leucina ricos repetir las quinasas 1 y 2 (LRRK1 y LRRK2) son proteínas multidominio que codifican tanto GTPasa y dominios quinasa y que son fosforilados en las células. Aquí, se presenta un protocolo para etiquetar LRRK1 y LRRK2 en las células con 32 P ortofosfato, proporcionando así un medio para medir sus niveles generales de fosforilación celular.

Abstract

Leucina ricos repetir las quinasas 1 y 2 (LRRK1 y LRRK2) son paralogs que comparten un dominio organización similar, incluyendo un dominio quinasa serina-treonina, un dominio de Ras proteínas complejas (ROC), un C-terminal de dominio de la República de China (COR), y rica en leucina y repite-anquirina como en el extremo N-terminal. Las funciones celulares precisas de LRRK1 y LRRK2 aún no se han dilucidado, sin embargo LRRK1 ha sido implicado en la señalización del receptor de tirosina quinasa de 1,2, mientras que LRRK2 está implicada en la patogénesis de la enfermedad de Parkinson 3,4. En este informe, se presenta un protocolo para etiquetar las proteínas LRRK1 y LRRK2 en células con 32P-ortofosfato, proporcionando así un medio para medir los niveles generales de fosforilación de estas 2 proteínas en las células. En breve, la afinidad de las proteínas etiquetadas con LRRK se expresan en células HEK293T que están expuestas al medio que contiene 32 P-ortofosfato. El P-32-ortofosfato es asimilado por las células después de sólo unos pocoshoras de incubación y todas las moléculas en la celda que contiene fosfatos de ese modo se marcaron radiactivamente. A través de la etiqueta de afinidad (3xFLAG) las proteínas LRRK están aislados de otros componentes celulares por inmunoprecipitación. Los inmunoprecipitados se separan luego a través de SDS-PAGE, se transfirieron a membranas de PVDF y análisis de los fosfatos incorporados se realiza por autorradiografía (32 señal P) y de detección de Western (señal de proteína) de las proteínas en las manchas. El protocolo puede ser fácilmente adaptado para controlar la fosforilación de cualquier otra proteína que se puede expresar en las células y se aisló por inmunoprecipitación.

Introduction

Leucina ricos repetir las quinasas 1 y 2 (LRRK1 y LRRK2) son paralogs multidominio que comparten un dominio organización similar. Ambas proteínas codifican una secuencia de GTPasa similar a la familia Ras de GTPasas (RAS de Proteínas del Complejo, o ROC), así como un C-terminal de dominio ROC (CDR), la clasificación de manera efectiva ambas proteínas a la familia de proteínas ROCO 5,6. N-terminal del dominio tándem ROC-COR, ambas proteínas codifican un dominio de repetición rica en leucina, así como un dominio de ankyrin como, mientras que sólo el LRRK2 codifica un armadillo adicional domein 6-8. C-terminal de la República de China-COR, ambas proteínas comparten un dominio quinasa serina-treonina, mientras que sólo LRRK2 codifica un dominio WD40 en la región C-terminal 8. Las funciones celulares precisas de LRRK1 y LRRK2 aún no se han dilucidado, sin embargo LRRK1 ha sido implicado en la señalización del receptor de tirosina quinasa de 1,2, mientras que la evidencia genética puntos a un papel para LRRK2 en la patogénesis de la enfermedad de Parkinson 3,4.

<pclase = "jove_content"> La fosforilación de proteínas es un mecanismo regulador común en las células. Por ejemplo, la fosforilación puede ser esencial para la activación de enzimas o para el reclutamiento de proteínas a un complejo de señalización. La fosforilación celular de LRRK2 ha sido caracterizado extensivamente y mapeo phosphosite ha mostrado una mayoría de los sitios de fosforilación celular tiene lugar en un clúster entre la repetición de anquirina y ricas en leucina repetir dominios 9-11. Aunque LRRK1 sitios de fosforilación celular aún no se han asignado, la evidencia de los estudios que utilizaron tinción fosfoproteína de manchas de proteína LRRK1 inmunoprecipitada a partir de células COS 7 sugiere que la proteína está fosforilada LRRK1 en las células 12.

Este documento proporciona un protocolo básico para el ensayo de nivel de fosforilación general de LRRK1 y LRRK2 en líneas celulares mediante marcaje metabólico con 32P-ortofosfato. La estrategia general es sencillo. Affinity etiquetada LRRK proteins se expresan en células HEK293T que están expuestas al medio que contiene 32 P-ortofosfato. El P-32-ortofosfato es asimilado por las células después de sólo unas pocas horas de incubación y todas las moléculas en la célula que contienen fosfatos, por lo tanto marcado radiactivamente. La etiqueta de afinidad (3xFLAG) se utiliza a continuación para aislar las proteínas LRRK de otros componentes celulares por inmunoprecipitación. Los inmunoprecipitados se separan luego a través de SDS-PAGE, se transfirieron a membranas de PVDF y análisis de los fosfatos incorporados se realiza por autorradiografía (32 señal P) y de detección de Western (señal de proteína) de las proteínas en las manchas.

Protocol

El presente protocolo utiliza radiactivo 32 ortofosfato P-etiquetados para seguir fosforilación celular de LRRK2. Es importante tener en cuenta que todas las operaciones con reactivos radiactivos se deben realizar a través de medidas de protección adecuadas para reducir al mínimo la exposición de la radiación radiactiva para el operador y el medio ambiente. Los compuestos que contienen los isótopos que emiten radiación ionizante puede ser perjudicial para la salud humana y estricto proceso de autoriza…

Representative Results

Con el fin de comparar los niveles generales de fosforilación de LRRK1 y LRRK2 en las células, 3xFLAG etiquetada LRRK1 y LRRK2 se expresaron en células HEK293T 15. Las células se cultivaron en placas de 6 pocillos y se marcaron con 32P y se analizaron como se ha descrito anteriormente en el texto del protocolo. Figura 1 muestra los resultados representativos para el etiquetado metabólico de LRRK1 y LRRK2 en células HEK293T. Incorporación de fosfato radiactivo se observ…

Discussion

Este documento proporciona un protocolo básico para el ensayo de nivel de fosforilación general de LRRK1 y LRRK2 en líneas celulares mediante marcaje metabólico con 32P-ortofosfato. La estrategia general es sencillo. Etiquetados por afinidad proteínas LRRK se expresan en células HEK293T que están expuestas al medio que contiene 32 P-ortofosfato. El P-32-ortofosfato es asimilado por las células después de sólo unas pocas horas de incubación y todas las moléculas en la célula …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

También damos las gracias a la Fundación Michael J. Fox apoyar este estudio. Agradecemos a la Fundación de Investigación – Flandes FWO (proyecto FWO G.0666.09, senior comunión investigador a JMT), el proyecto Neuro-META TVN SBO/80020, la Universidad Católica de Lovaina (OT/08/052A y IOF-KP/07 / 001) por su apoyo. Esta investigación también fue financiada en parte por el Fondo Druwe-Eerdekens gestionados por la Fundación Rey Balduino a JMT.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments (optional)
Phosphorus-32 Radionuclide, 1 mCi, buffer disodiumphosphate in 1 ml water Perkin Elmer NEX011001MC
Dulbecco’s Modified Eagle Medium (D-MEM) (1X), liquid (high glucose) Invitrogen 11971-025 This medium contains no phosphates
Anti Flag M2 affiinty gel Sigma A2220 For an equivalent product with red colored gel (useful to more easily visualize the beads), use cat. No. F2426.
Extra thick blotting filter Bio-Rad 1703965
Ponceau S solution Sigma P7170

References

  1. Hanafusa, H. Leucine-rich repeat kinase LRRK1 regulates endosomal trafficking of the EGF receptor. Nat Commun. 2, 158 (2011).
  2. Titz, B., et al. The proximal signaling network of the BCR-ABL1 oncogene shows a modular organization. Oncogene. 29, 5895-5910 (2010).
  3. Cookson, M. R. The role of leucine-rich repeat kinase 2 (LRRK2) in Parkinson’s disease. Nat Rev Neurosci. 11, 791-797 (2010).
  4. Taymans, J. M., Cookson, M. Mechanisms of dominant parkinsonism; the toxic triangle of LRRK2, alpha-synuclein and tau. Bioessays. 32, 227-235 (2010).
  5. Lewis, P. A. The function of ROCO proteins in health and disease. Biol Cell. 101, 183-191 (2009).
  6. Marin, I., van Egmond, W. N., van Haastert, P. J. The Roco protein family: a functional perspective. FASEB J. 22, 3103-3110 (2008).
  7. Marin, I. The Parkinson disease gene LRRK2: evolutionary and structural insights. Mol.Biol.Evol. 23, 2423-2433 (2006).
  8. Marin, I. Ancient origin of the Parkinson disease gene LRRK2. J Mol Evol. 67, 41-50 (2008).
  9. Lobbestael, E., Baekelandt, V., Taymans, J. M. Phosphorylation of LRRK2: from kinase to substrate. Biochem Soc Trans. 40, 1102-1110 (2012).
  10. Gloeckner, C. J., et al. Phosphopeptide Analysis Reveals Two Discrete Clusters of Phosphorylation in the N-Terminus and the Roc Domain of the Parkinson-Disease Associated Protein Kinase LRRK2. J Proteome Res. 9, 1738-1745 (2010).
  11. Nichols, R. J., et al. 14-3-3 binding to LRRK2 is disrupted by multiple Parkinson’s disease-associated mutations and regulates cytoplasmic localization. Biochem J. 430, 393-404 (2010).
  12. Greggio, E., et al. Mutations in LRRK2/dardarin associated with Parkinson disease are more toxic than equivalent mutations in the homologous kinase LRRK1. J.Neurochem. 102, 93-102 (2007).
  13. Taymans, J. M. LRRK2 Kinase Activity Is Dependent on LRRK2 GTP Binding Capacity but Independent of LRRK2 GTP Binding. PLoS One. 6, 23207-23 (2011).
  14. Daniëls, V. Insight into the mode of action of the LRRK2 Y1699C pathogenic mutant. J Neurochem. 116, 304-315 (2011).
  15. Civiero, L. Biochemical characterization of highly purified leucine-rich repeat kinases 1 and 2 demonstrates formation of homodimers. PLoS One. 7, e43472 (2012).
  16. Taymans, J. M., Van den Haute, C., Baekelandt, V. Distribution of PINK1 and LRRK2 in rat and mouse brain. J.Neurochem. 98, 951-961 (2006).
  17. Lewis, P. A. Assaying the kinase activity of LRRK2 in vitro. J Vis Exp. , (2012).
  18. Lobbestael, E. Immunohistochemical detection of transgene expression in the brain using small epitope tags. BMC Biotechnol. 10, 16 (2010).
  19. Davies, P., et al. Comprehensive Characterization and Optimization of Leucine Rich Repeat Kinase 2 (LRRK2) Monoclonal Antibodies. Biochem J. , (2013).
  20. West, A. B. Parkinson’s disease-associated mutations in LRRK2 link enhanced GTP-binding and kinase activities to neuronal toxicity. Hum.Mol.Genet. 16, 223-232 (2007).
  21. Sheng, Z., et al. Ser1292 autophosphorylation is an indicator of LRRK2 kinase activity and contributes to the cellular effects of PD mutations. Sci Transl Med. 4, 164ra161 (2012).
  22. Li, X., et al. Phosphorylation-dependent 14-3-3 binding to LRRK2 is impaired by common mutations of familial Parkinson’s disease. PLoS One. 6, e17153 (2011).
  23. Dzamko, N., et al. Inhibition of LRRK2 kinase activity leads to dephosphorylation of Ser(910)/Ser(935), disruption of 14-3-3 binding and altered cytoplasmic localization. Biochem J. 430 (910), 405-413 (2010).
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Citer Cet Article
Taymans, J., Gao, F., Baekelandt, V. Metabolic Labeling of Leucine Rich Repeat Kinases 1 and 2 with Radioactive Phosphate. J. Vis. Exp. (79), e50523, doi:10.3791/50523 (2013).

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