Stressinduzierte Antibiotika-Anfälligkeitstests auf einem Chip
Summary
Wir haben eine mikrofluidische Plattform für schnelle Antibiotika-Empfindlichkeitstests entwickelt. Flüssigkeit wird mit hohen Geschwindigkeiten über Bakterien geleitet, die auf dem Boden eines mikrofluidischen Kanals immobilisiert werden. In Gegenwart von Stress und Antibiotika sterben anfällige Bakterienstämme schnell ab. Resistente Bakterien können diese belastenden Bedingungen jedoch überleben.
Abstract
Wir haben eine schnelle mikrofluidische Methode für Antibiotika-Empfindlichkeitstests in einer stressbasierten Umgebung entwickelt. Flüssigkeit wird mit hohen Geschwindigkeiten über Bakterien geleitet, die auf dem Boden eines mikrofluidischen Kanals immobilisiert werden. In Gegenwart von Stress und Antibiotika sterben anfällige Bakterienstämme schnell ab. Resistente Bakterien überleben diese belastenden Bedingungen jedoch. Die Hypothese hinter dieser Methode ist neu: Die Stressaktivierung biochemischer Wege, die Ziele von Antibiotika sind, kann Antibiotika-Empfindlichkeitstests beschleunigen. Im Vergleich zu Standard-Antibiotika-Empfindlichkeitstestmethoden wird der ratenbegrenzende Schritt – das Bakterienwachstum – bei der Anwendung von Antibiotika weggelassen. Die technische Umsetzung der Methode erfolgt in einer Kombination aus Standardtechniken und innovativen Ansätzen. Zu den Standardbestandteilen der Methode gehören bakterielle Kulturprotokolle, die Definition mikrofluidischer Kanäle in Polydimethylsiloxan (PDMS), die Überwachung der Zelllebensfähigkeit mit Fluoreszenz und die Batch-Bildverarbeitung für die Bakterienzählung. Innovative Teile der Methode sind in der Verwendung von Kulturmedienfluss für die mechanische Belastung Anwendung, Verwendung von Enzymen zu beschädigen, aber nicht töten die Bakterien, und die Verwendung von Mikroarray Substrate für die bakterielle Befestigung. Die entwickelte Plattform kann in der Entwicklung und Erprobung von antibiotika- und nichtantibiotikant verwandten Arzneimitteln eingesetzt werden. Im Vergleich zu den Standard-Bakteriensuspensionsexperimenten kann die Wirkung des Medikaments über kontrollierte Zeiträume wiederholt ein- und ausgeschaltet werden. Eine wiederholte Beobachtung der gleichen Bakterienpopulation ist im Laufe desselben Experiments möglich.
Introduction
Der Anstieg der bakteriellen Resistenz verstärkt die Notwendigkeit für schnelle Phänotyp-basierte Antibiotika-Anfälligkeitstests, um unsere Medikamente der letzten Instanz zu schützen. Standard-Empfindlichkeitstests basieren auf bakteriellen Wachstumshemmungen in Gegenwart von Antibiotika, die mehrere (8-24) Stunden dauern. Wir haben einen neuartigen Antibiotika-Anfälligkeitstest auf einer mikrofluidischen Plattform entwickelt, der auf der Stressaktivierung biosynthetischer Wege beruht, um die Wirkung von Antibiotika zu beschleunigen.
Antibiotika-Empfindlichkeitstests im mikrofluidischen Maßstab tragen den Vorteil einer effektiven Probenverwendung, da sie eine geringe Anzahl von Bakterien erfordern. Zusätzlich können mikrofluidische Geräte multiplexiert werden, um mehrere Proben unter mehreren Bedingungen zu testen1,2. Kürzlich wurde eine Reihe von mikrofluidischen Methoden für Antibiotika-Anfälligkeitstests berichtet3-9. Bei diesen Methoden werden Bakterien innerhalb von Nano- und Picolitertröpfchen3,7, im vollen Volumen des mikrofluidischen Kanals4-6,8oder als einzelne Bakterien elektrisch lokalisiert auf der unteren Oberfläche desKanals 9. Obwohl diese Tests in mikrofluidischen Kanälen durchgeführt werden, überwachen sie alle das mikrobielle Wachstum in Gegenwart und Fehlen von Antibiotika, die traditionellen Methoden ähneln. Wachstumsmessungen werden über optische Dichte, pH-empfindliche Farbstoffe oder helle Feld-/Phasenkontrast- oder Fluoreszenzbilder durchgeführt. Obwohl einige dieser Tests schneller als herkömmliche Methoden sind, erkennen sie jeweils passiv Antibiotikaresistenzen. Mit anderen Worten, diese Methoden erfordern immer noch den Benutzer auf bakterielles Wachstum als das endgültige Auslesen warten.
Im Gegensatz dazu haben wir eine Methode entwickelt, die eine Kombination aus Scher- und enzymatischem Stress verwendet, um antibiotikaempfindliche biochemische Wege zu aktivieren10. Die Ausfechtung der gestressten Bakterien mit diesen Antibiotika schafft einen schnelleren Anfälligkeitstest. Bakterien, die gegen das Antibiotikum resistent sind, sind in der Lage, den stressigen Bedingungen zu widerstehen. Anfällige Bakterien hingegen werden durch die kombinierten Spannungen schnell abgetötet. Der Prozentsatz des Zelltodes nach einer Stunde, gemessen durch Mikroskopie mit einem fluoreszierenden Totzellfleck, definiert den Phänotyp der Bakterien (resistent vs. anfällig).
Für eine erfolgreiche Umsetzung unserer Methode müssen Bakterien auf der untersten Oberfläche des mikrofluidischen Kanals immobilisiert werden. Auf diese Weise können Bakterien verschiedenen Belastungen ausgesetzt und gleichzeitig unter dem Mikroskop in einer einzigen Ebene abgebildet werden. Zur Immobilisierung von Bakterien wird ein beschichteter Mikroskopglasschlitten eingesetzt. Der Schlitten wird vom Hersteller mit Epoxidgruppen für unspezifische Proteinbindung vorbeschichtet. Die unspezifische Bindung dieser Epoxide an bakterielle Oberflächenproteine bindet die Bakterien kovalent an die Gleitoberfläche.
Stämme werden unter identischen Bedingungen (Scherung + enzymatische Belastung) in Abwesenheit (Kontrolle) und Vorhandensein (Experiment) von Antibiotikum getestet. Phasenkontrast- und Fluoreszenzmikroskopbilder jedes Kanals werden automatisch alle zwei Minuten für eine Stunde aufgenommen. Resistenzbezeichnungen werden dann durch Vergleich des Prozentsatzes der abgestorbenen Bakterien im Versuchskanal mit denen im Kontrollkanal gemacht. Nach einer Stunde gilt eine Stichprobe mit einem Zelltodprozentsatz von mehr als 1 % als anfällig, während weniger als 0,5 % des Todes auf Resistenz hindeuten. Prozentsätze, die zwischen diesen beiden Cut-offs liegen, gelten als unbestimmt, und die Probe muss erneut getestet werden.
Mikrofluidische Kanäle sind in PDMS definiert, das ein Material der Wahl für mikrofluidische Geräteist 11. PDMS ist optisch transparent in einer Vielzahl von Wellenlängen, biokompatibel, inert, gasdurchlässig und hat eine geringe Durchlässigkeit gegenüber Flüssigkeiten; daher ist es gut für diese Experimente geeignet.
Mechanische/Scherspannung entsteht durch den Fluss von Raumtemperaturmedien über die immobilisierten Bakterien. (Hinweis: Eine Erwärmung der Medien auf 37 °C hat keine signifikanten Auswirkungen auf das Assay-Ergebnis.) Automatisierte Spritzenpumpen zwingen Medien (mit totem Zellfleck +/- Antibiotikum sowie optionalen enzymatischen Stressoren) durch die mikrofluidischen Kanäle (200 x 400 m) bei einer Durchflussrate von 1 ml/min, um 6,25 kPa Scherkraft oder eine Scherrate von 6.000 sec-1zu geben. Diese Rate entspricht oder übertrifft zuvor untersuchte Scherspannungen auf Staphylokokken.
Das Enzym, Lysostaphin, wurde für Vorversuche ausgewählt, weil es direkte Schäden an der Staphylococcus-Zellwand verursacht. Die Konzentration von Lysostaphin (0,7 ng/ml) reichte aus, um bakterielle Zellwandschäden zu verursachen, aber nicht ausreichend, um im Zeitrahmen des Experiments einen bakteriellen Zelltod ohne Antibiotikum zu verursachen. Lysostaphin ist nicht für die korrekte Bezeichnung der bakteriellen Anfälligkeit erforderlich, aber es erhöht das Ergebnis, was zu einem erhöhten Zelltod in anfälligen Stämmen führt. Im Gegensatz dazu ist Scherspannung entscheidend für die Assay-Funktion. Wenn Methicillin-empfindliche Staphylococcus aureus-Stämme ohne Durchfluss mit Lysostaphin und Oxacillin behandelt werden, wird im Laufe des Experiments kein Zelltod aufgezeichnet.
Die Zelllebensfähigkeit wird mit einem fluoreszierenden toten Zellfleck12überwacht. Die Auswahl des Farbstoffs beruhte auf seiner Fähigkeit, nur geschädigte Zellen selektiv zu färben, seine Nichttoxizität gegenüber lebenden Zellen und seine niedrige Hintergrundfluoreszenz, die seine direkte Zugabe zu den Zellmedien ohne zusätzliche Schritte ermöglichte. Die Auswahl einer fluoreszierenden Farbstoffkonzentration von 0,25 m sollte während einer Expositionszeit von 1,6 Sek. gegenüber Fluoreszenzerregungslicht akzeptable Signalwerte erreichen.
Das Beta-Lactam, Oxacillin, wurde in unseren Vorstudien verwendet. Methicillin-resistente S. aureus (MRSA) Arten sind resistent gegen Oxacillin und zeigen keinen nennenswerten Zelltod im Zeitrahmen des Experiments. In den Vorstudien wurde die Konzentration von 50 g/ml ermittelt. Niedrigere Konzentrationen von Antibiotika ergaben eine geringere Trennung zwischen resistenten und anfälligen Stämmen, während höhere Konzentrationen keinen nennenswerten Unterschied in den experimentellen Ergebnissen verursachten.
Wir haben bereits über die erfolgreiche Entwicklung eines Tests berichtet, der mechanische und enzymatische Spannungen kombiniert, die die bakterielle Zellwand13 direkt mit einem Antibiotikum beeinflussen, das die Zellwandbiosynthese hemmt14,15. Diese Proof-of-Prinzip-Experimente wurden auf einer Gruppe von MRSA und Methicillin-sensitiven S. aureus (MSSA) durchgeführt. Bei der Auswahl der richtigen experimentellen Parameter sollte unsere Methode jedoch auf mehrere Bakterienarten und mehrere Klassen von Antibiotika anwendbar sein.
Protocol
Representative Results
Discussion
Das vorgestellte Protokoll wurde in einer Reihe von Experimenten mit methicillin-sensitiven und methicillin-resistenten Staphylococcus aureus Stämmen10validiert und optimiert. Daher sollte dieses Protokoll ohne Änderung direkt auf andere Stämme von S. aureus und anderen Antibiotika mit Wirkmechanismen anwendbar sein, die die bakterielle Zellwandbiosynthese beeinflussen. Andere Bakterientypen als S. aureus können eine Variation der Spannungsparameter erfordern: lösliche (enzymati…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir danken den Ingenieuren und Studenten des Fraunhofer-Zentrums für Fertigungsinnovation. Für die Unterstützung bei der Entwicklung, Bearbeitung und Automatisierung des experimentellen Systems danken wir Andreas Prinzen, Holger Wirz, Doug Foss, David Chargin und Dr. Sudong Shu. Wir danken Julia Kuckartz, Melanie Zimmermann, Niko Kraetzmar, Tim Gumbel, Josh Villanueva, Minori Shimizu und Katarzyna Kuliga für die Hilfe beim Testen von experimentellen Protokollen und datenerfassung. Wir würdigen Dr. Anne E. Carpenter und Mark-Anthony Bray von der Imaging Platform am Broad Institute of Harvard und MIT für ihre Hilfe bei der Entwicklung der Bildanalyse-Routine in CellProfiler. Das beschriebene Projekt wurde teilweise durch die Auszeichnungen R21AI079474 und 1R01AI101446 vom National Institute of Allergy and Infectious Diseases unterstützt. Der Inhalt liegt allein in der Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die offizielle Meinung des National Institute of Allergy and Infectious Diseases oder der National Institutes of Health dar. Das Projekt wurde auch vom Fraunhofer USA unterstützt.
Materials
| SYTOX Green | Invitrogen Corporation | S7020 | Dead cell fluorescence stain |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma Aldrich, Inc | A9418-5G | Used for lysostaphin storage |
| Sodium Acetate | Sigma Aldrich, Inc | S8750-500G | Used for lysostaphin storage |
| Lysostaphin | Cell Sciences | CRL309A | Arrives as 1 mg solid. For storage: Dissolve in 20 mM sodium acetate. Mix with BSA solution to final concentration of 1% BSA and 100 µg/ml lysostaphin for storage |
| Oxacillin salt | Sigma Aldrich, Inc | 28221-1G | Antibiotic |
| Mueller Hinton Broth | Fisher Scientific | DF0757-17-6 | |
| Sodium chloride | Sigma Aldrixh | S3014-500G | 2% added to Mueller-Hilton broth prior to autoclaving |
| 1 ml, Luer-lock syringe | BD (Beckton, Dickinson and Comp.) | 14-823-2F | |
| 2 oz, Luer-lock syringe | BD (Beckton, Dickinson and Comp.) | 309653 – 60 mL | Overfill to ~65 ml |
| Microscope | |||
| Inverted Fluoresccence Microscope Olympus IX-70 | Cambridge Scientific | 9349 | |
| 60X, Fluorescence/Phase contrast objective | Olympus Corp. | LCPlan F1 60x/0.70 Ph2 | |
| Retiga 12-bit monochrome CCD camera | QImaging | RET-4000R-F-M-12-C | |
| Microscope automation | |||
| Shutters phase contrast/fluorescence | PRIOR Scientific | H204/H202 | |
| X/Y Stage | PRIOR Scientific | H107AENN | |
| Focus motor | PRIOR Scientific | H122 | |
| Joystick for XYZ control | PRIOR Scientific | CS152EF | |
| Proscan Controller | PRIOR Scientific | H3-XY2 | |
| Image Acquisition Software | Fraunhofer CMI | ||
| Flow Cell Assembly and PDMS | |||
| Flow Cell | BU Scientific Instruments Facility/Fraunhofer CMI | 3333-1044 | Engineering drawings were produced by Fraunhofer CMI |
| Glass window | Fraunhofer CMI | 3333-1054 | Glass window was cut to the proper size at Fraunhofer CMI |
| BOROFLOAT Window 50 mm x 50 mm | Edmund Optics Inc. | NT48-543 | |
| Sealing plate | BU Scientific Instruments Facility | 3333-1045 | |
| Epoxide glass slide | Arrayit Corporation | SuperEpoxy 2 | |
| PDMS master | Fraunhofer CMI | 3333-1053 | Master machined in aluminum or brass with UPM-0005 (ultrapresicion fly-cutting machine) |
| PDMS slide design | Fraunhofer CMI | 3333-1053 | |
| Tubing | |||
| Nut, Super flangeless Tinytight, headless, 1/16 in, PEEK, green | IDEX Health & Science | M-644-03 | Flow cell inputs/outputs are tapped for this ferrule |
| Ferrule, Tinytight, 1/16 in, 6-40, .030 in TH, PEEK w/ SS lock ring, black | IDEX Health & Science | M-657 | |
| Nut, Super flangeless Tinytight, headless, 1/16-1/32 in, 1/4-28, PEEK, natural | IDEX Health & Science | P-255 | |
| Ferrule, Super Falngeless, 1/16 in, Tefzel (ETFE), yellow | IDEX Health & Science | P-259 | Fits Luer-lock adapter |
| Tubing, Teflon FEP, .030 in x 1/16 in x 20 ft, green | IDEX Health & Science | 1520G | |
| Adapter, quick connect female Luer to female 1/4-28, PEEK, red | IDEX Health & Science | P-658 |
References
- Mairhofer, J., Roppert, K., Ertl, P. Microfluidic systems for pathogen sensing: a review. Sensors. 9, 4804-4823 (2009).
- Yager, P., et al. Microfluidic diagnostic technologies for global public health. Nature. 442, 412-418 (2006).
- Boedicker, J. Q., Li, L., Kline, T. R., Ismagilov, R. F. Detecting bacteria and determining their susceptibility to antibiotics by stochastic confinement in nanoliter droplets using plug-based microfluidics. Lab Chip. 8, 1265-1272 (2008).
- Cao, J., et al. Uncovering toxicological complexity by multi-dimensional screenings in microsegmented flow: modulation of antibiotic interference by nanoparticles. Lab Chip. 12, 474-484 (2012).
- Chen, C. H., et al. Antimicrobial susceptibility testing using high surface-to-volume ratio microchannels. Anal. Chem. 82, 1012-1019 (2010).
- Churski, K., et al. Rapid screening of antibiotic toxicity in an automated microdroplet system. Lab Chip. 12, 1629-1637 (2012).
- Eun, Y. J., Utada, A. S., Copeland, M. F., Takeuchi, S., Weibel, D. B. Encapsulating bacteria in agarose microparticles using microfluidics for high-throughput cell analysis and isolation. ACS Chem. Biol. 6, 260-266 (2011).
- Kim, K. P., et al. In situ monitoring of antibiotic susceptibility of bacterial biofilms in a microfluidic device. Lab Chip. 10, 3296-3299 (2010).
- Peitz, I., van Leeuwen, R. Single-cell bacteria growth monitoring by automated DEP-facilitated image analysis. Lab Chip. 10, 2944-2951 (2010).
- Kalashnikov, M., Lee, J. C., Campbell, J., Sharon, A., Sauer-Budge, A. F. A microfluidic platform for rapid, stress-induced antibiotic susceptibility testing of Staphylococcus aureus. Lab Chip. 12, 4523-4532 (2012).
- McDonald, J. C., Whitesides, G. M. Poly(dimethylsiloxane) as a material for fabricating microfluidic devices. Acc. Chem. Res. 35, 491-499 (2002).
- Roth, B. L., Poot, M., Yue, S. T., Millard, P. J. Bacterial viability and antibiotic susceptibility testing with SYTOX green nucleic acid stain. Appl. Environ. Microbiol. 63, 2421-2431 (1997).
- Francius, G., Domenech, O., Mingeot-Leclercq, M. P., Dufrene, Y. F. Direct observation of Staphylococcus aureus cell wall digestion by lysostaphin. J. Bacteriol. 190, 7904-7909 (2008).
- Jordan, S., Hutchings, M. I., Mascher, T. Cell envelope stress response in Gram-positive bacteria. FEMS Microbiol. Rev. 32, 107-146 (2008).
- Koch, A. L. Bacterial wall as target for attack: past, present, and future research. Clin. Microbiol. Rev. 16, 673-687 (2003).
- Carpenter, A. E., et al. CellProfiler: image analysis software for identifying and quantifying cell phenotypes. Genome Biol. 7, R100 (2006).
- Kohanski, M. A., Dwyer, D. J., Collins, J. J. How antibiotics kill bacteria: from targets to networks. Nat. Rev. Microbiol. 8, 423-435 (2010).
- Kohanski, M. A., Dwyer, D. J., Hayete, B., Lawrence, C. A., Collins, J. J. A common mechanism of cellular death induced by bactericidal antibiotics. Cell. 130, 797-810 (2007).
