Summary

Udarbejdelse af neuronale Co-kulturer med Single Cell Precision

Published: May 20, 2014
doi:

Summary

Protokoller for enkelt neuron mikrofluid opstillingsindretningen og vand maskering for i chippen plasma mønstret af biomateriale belægninger beskrives. Stærkt sammenkoblede co-kulturer kan fremstilles ved anvendelse minimal celle indgange.

Abstract

Mikrofluidenheder udførelsesformer af Campenot kammer har tiltrukket stor interesse fra neurovidenskab samfund. Disse indbyrdes forbundne co-kultur platforme kan bruges til at undersøge en række spørgsmål, der spænder udviklingsmæssige og funktionelle neurobiologi til infektion og sygdom formering. Men konventionelle systemer kræver betydelige cellulære indgange (mange tusinde per rum), mangelfulde for at studere lav hyppighed celler, såsom primære dopaminerge substantia nigra, spiral ganglier, og Drosophilia melanogaster neuroner og upraktisk for high throughput eksperimenter. Den tætte kulturer er også meget lokalt sammenfiltrede, med få udvækster (<10%), der forbinder de to kulturer. I dette papir ligefremme mikrofluid og mønster protokoller er beskrevet som disse udfordringer: (i) en mikrofluid enkelt neuron arraying metode, og (ii) en vand maskering metode til plasma patterning biomateriale belægninger til auspicesSter neuroner og fremme udvækst mellem rummene. Minimalistiske neuronale co-kulturer blev fremstillet med højt niveau (> 85%) intercompartment forbindelse og kan anvendes til high throughput neurobiologi eksperimenter med enkelt celle præcision.

Introduction

Neuronvæv er meget kompleks; en heterogen cellulær blanding, der er rumligt bestilt inden for definerede lag og rum og med plastik tilslutning via celle kontakter og især via Axon og dendritceller udvækster. Nye teknikker er forpligtet til at give større eksperimentel frihed til at få dybere indsigt og optrævle mekanismer centrale for sygdom, udvikling og sund funktion. Den Campenot kammer 1,2 og mere for nylig microfabricated udførelsesformer 3,4 kan anvendes til ex vivo-fremstilling af netværksforbundne neuronale co-kulturer med evnen til selektivt at forstyrre de forskellige somatiske populationer og også deres neurit udvækster. Disse mikrofluidenheder er for eksempel blevet brugt til at studere axon degeneration og regeneration følgende kemiske 5,6 eller laser axotomi 6-8, tauopathy 9, viral spredning 10,11, og mRNA lokalisering i axoner 4.

ent ">

At udvide rækkevidden af ​​synæstesi er den teknologiske udvikling, der kræves for at forberede minimalistiske neuronale co-kulturer. Dette muliggør molekyleudretningen af ​​den neuronale netværk for undersøgelse af systemet med en enkelt celle og sub-cellulær præcision. Kravet om minimale celleantal åbner mulighed for at analysere sjældne celletyper, herunder dopaminerge substantia nigra-celler er relevante for Parkinsons sygdom, spiral ganglier fra øret, perifere neuroner og stamceller. Ud over dette, cellulære økonomi er relevant for 3R-initiativet. Ved hjælp af disse mikrofluid platforme, store toksicitet skærme eller andre high throughput, kan nu betragtes data rige eksperimentel serie kræver dyr neuroner.

I dette papir protokoller for fremstilling og anvendelse af en mikrofluid anordning er beskrevet. Mikrofluid opstillingsindretningen i kombination med en in situ biomaterial mønster metode kan anvendes til registrering af tæt forbundne neuronale co-kulturer under anvendelse af minimale celleantal. Mikrofluid opstillingsindretningen er baseret på en differentiel strøm tilgang 12-15, hvorved mikrostrukturerede fælder er placeret inden for en fluidisk kredsløb (illustreret sammen med SEM billeder i figur 1). Stien 0 → 1 har lavere fluidic modstand (R 2> R 1) til transport af neuroner til en lineær række af mikrostrukturerede åbninger – indløb til de neuritvækst kanaler. Belægning af fælden ved en enkelt celle lokalt hæmmer flowet at aflede strømlinierne til at indfange de efterfølgende celler i tilstødende fælder. Komplet belægning af fælder i array skifter fluidic ratio (R1> R2) for at omstille strømlinierne i Serpentine sti (0 → 2) for at frembringe en bypass driftsform til fjernelse af overskydende neuroner.

<p class = "jove_content" fo: keep-together.within-side = "altid"> Figur 1
Figur 1.. Mikrofluid Circuit. A) Den differentielle modstand fluidisk kredsløb for enkelt neuron opstillingsindretningen med flankerende kultur kamre er indbyrdes forbundet ved neuritudvækst kanaler. B, C) ​​SEM billeder af dobbeltlaget opdelte neuron co-kultur array med menisk pinning mikro-søjler. Med denne udformning blev Trident-formede neuron fældefangst strukturer anvendes til at fremme fascikulationer af neurit udvækster. Figur og legende gengivet med tilladelse fra Royal Society of Chemistry (RSC) 12.. Klik her for at se større billede.

Udarbejdelsen af ​​micropatterned neuronale netværk på plane underlag kan let opnås (for exampl es fra vores gruppe, se FRIMAT et al. 16 og Heike et al. 17). Men indkapsle bioaktive materiale mønstre indenfor PDMS enheder, og med kravet om mikrometer skala tilpasning af disse til de mikrofluidkanaler udgør en stor teknisk udfordring. I afsnit 3.1 en protokol for den i chippen, eller in situ, udarbejdelse af biomateriale mønstre præsenteres. Disse mønstre muliggøre neuron registrering under langvarige kultur tidsplaner og fremme udvækster mellem rummene. Menisk-pinning mikrostrukturer anvendes til at justere en såkaldt vand maske med neuron arraying sites og neuritudvækst kanaler. Vandet maske beskytter adhæsionsmolekyleaktiviteter belægninger under plasmabehandling, mens eksponerede overflader disintegreres at definere biomateriale mønster. Desuden er protokoller indeholdt cellekultur og fluidisk isolation nødvendig til selektiv behandling af de forskellige co-kultur kamre.

ve_content "> De protokoller er designet til at udnytte brugervenlige principper for blød litografi til replikation af poly (dimethylsiloxan) (PDMS) mikrofluidenheder 18. Tilsvarende i situ biomateriale mønster er ligetil, udnytte fordampning og overfladespænding fænomener, og kun kræver en billig håndholdt plasma kilde. mikrofluid kredsløb effektivt programmer celle lastning og rum specifikke behandlinger, der gør disse operationer blot et spørgsmål om udlevering materialer i den rigtige bundporten og sugning ovenfra. På denne måde er det hensigten at give neurobiologer frihed til at forberede og anvende mikrofluidenheder i deres egne laboratorier.

Protocol

Protokollerne er beregnet til hjerneforskere, og er opsummeret i figur 2.. Som sådan er det anbefales at microfabrication af SU-8 mestre anvendes til PDMS replikering er outsourcet til kommercielle eller institutionelle faciliteter. De to lag maske designs er frit tilgængelige som supplerende oplysninger (ZIP) på Royal Society of Chemistry hjemmeside 12. Vigtigere er det, at det første SU-8 lag fremstilles i en dybde på 2,5-3,0 um, og den anden til en dybde på 25-30 um. Disse er vigtige…

Representative Results

Vand maskering exploits overfladespænding. Trykket tolerance på luft-væske grænsefladen skalaer omvendt proportionalt med krumningsradius [ , Der producerer meget stabile grænseflader på mikrofluidenheder dimensioner. De mikro-søjler effektivt forankre vand maske på plads. Vand maske dannelse er drevet af fordampning fra microfluidic havne med den steg med opvarmning. Ved hjælp af varmen fra lav forstørrelse (4x – 10x) mikrosk…

Discussion

Mikrofluid opstillingsindretningen teknik er den første af sin slags, der giver præcision enkelt neuron håndtering for at etablere minimalistiske kulturer. Sammen med in situ biomateriale mønster metode, en kraftfuld tilgang til at justere cellemønstre med microfluidic strukturer, disse minimalistiske kulturer har høj intercompartment tilslutningsmuligheder niveauer med reduceret lokal entanglement. Disse funktioner kan bruges til effektiv undersøgelse af inter-rum overførsel og med enkle design ændrin…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne er taknemmelige for Ulrich Marggraf (ISA) på SU-8 fabrikation og Maria Becker (ISA) på SEM billeddannelse. Forskningen blev støttet af Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG WE3737/3-1), en Bundesministerium für Bildung und Forschung tilskud (BMBF 0101-31P6541) og af Ministerium für Innovation, Wissenschaft und Forschung des Landes Nordrhein-Westfalen. Heike Hardelauf takker International Leibniz Graduate School "Systembiologi Lab-on-a-chip" for finansiel støtte.

Materials

PDMS Sylgard 184 Dow Corning
PDMS Elastosil RT 601 Wacker
Coverslips VWR 630-1590 130-160 mm thick
3 mm Biopsy Punches Kai Medical Handle with care – extremely sharp
Tygon Tubing Fisher Scientific S-50-HL 1.65 mm ID; 3.35 mm OD
1 mL Syringe (Inkjekt and Omnifix) Braun 6064204
4-Way Tubing Connector VWR or Fisher Scientific
Flow Regulator Harvard Apparatus 722645
0.5 mm Pins Dressmaking Departments
PLL-g-PEG SuSoS PLL(20)-g[3.5]-PEG(5) Stability in storage can be an issue
poly-D-lysine Sigma-Aldrich P6407
poly-lysine-FITC Sigma-Aldrich P3069
poly-ornithine Sigma-Aldrich P4957
fibronectin Sigma-Aldrich F2006
laminin Sigma-Aldrich L2020
PBS Sigma-Aldrich P4417
Inverted Fluorescent Microscope
Example Aspiration Pump KNF Neuberger, Laboport N811KVP
Hand Held Corona Discharge Device Leybold-Heraeus, USA VP23 May not comply with your country's safety standards
Femto Plasma Oven Diener Electronic
Vacuum Dessicator or Centrifuge

References

  1. Campenot, R.B. Local control of neurite development by nerve growth factor. Proc Natl Acad Sci USA. 74 (10), 4516-4519 (1997).
  2. Campenot, R.B. Development of sympathetic neurons in compartmentalized cultures. I. Local control of neurite growth by nerve growth factor. Dev Biol. 93 (1), 1-12. (1982).
  3. Taylor, A.M., et al. Microfluidic multicompartment device for neuroscience research. Langmuir. 19, 1551-1556 (2003).
  4. Taylor, A.M., et al. A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport. Nat Methods. 2 (8), 559-565 (2005).
  5. Kilinc, D., et al. Wallerian-like degeneration of central neurons after synchronized and geometrically registered mass axotomy in a three-compartmental microfluidic chip. Neurotox. Res. 19, 149-161 (2011).
  6. Li, L., et al. Spatiotemporally controlled and multifactor involved assay of neuronal regeneration after chemical injury in an integrated microfluidics. Anal. Chem. 84 (15), 6444-6453 (2012).
  7. Kim, Y.T., Karthikeyan, K., Chirvi S., & Dave, D.P. Neuro-optical microfluidic platform to study injury and regeneration of single axons, Lab Chip. 9, 2576-2581 (2009).
  8. Hellman, A. N., et al. Examination of axonal injury and regeneration in micropatterned neuronal culture using pulsed laser microbeam dissection. Lab Chip. 10 (16), 2083-2092 (2010).
  9. Kunze, A., et al. Co-pathological connected primary neurons in a microfluidic device for Alzheimer studies. Biotechnol. Bioeng. 108 (9), 2241-2245 (2011).
  10. Liu, W.W., Goodhouse, J., Jeon N.L., & Enquist, L. W. A microfluidic chamber for analysis of neuron-to-cell spread and axonal transport of an alpha-herpesvirus. PLoS One. 3 (6), e2382 (2008).
  11. Markus, A., et al. Varicella-Zoster virus (VZV) infection of neurons derived from human embryonic stem cells: Direct demonstration of axonal infection, transport of VZV, and productive neuronal infection. J. Virol. 85 (13), 6220-6233 (2011).
  12. Dinh, N.D., et al. Microfluidic construction of minimalistic neuronal co-cultures. Lab Chip. 13 (7), 14021412 (2013).
  13. Tan, W.H., & Takeuchi S. A trap-and-release integrated microfluidic system for dynamic microarray applications. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (4), 1146-1151 (2007).
  14. Frimat, J.-P., et al. A microfluidic array with cellular valving for single cell co-culture. Lab Chip. 11 (2), 231-237 (2011).
  15. Di Carlo, D. Aghdam, N., & Lee, L. P. Single-cell enzyme concentrations, kinetics, and inhibition analysis using high-density hydrodynamic cell isolation arrays. Anal. Chem. 78 (14), 4925-4930 (2006).
  16. Frimat, J.P., et al. The network formation assay: A spatially standardized neurite outgrowth analytical display for neurotoxicity screening. Lab Chip. 10, 701-709 (2010).
  17. Hardelauf, H., et al. High fidelity neuronal networks formed by plasma masking with a bilayer membrane: analysis of neurodegenerative and neuroprotective processes. Lab Chip. 11 (16), 2763-2771 (2011).
  18. Whitesides, G.M., et al. Soft lithography in biology and biochemistry. Annu. Rev. Biomed. Eng. 3, 335-373 (2001).
  19. Haubert, K., Drier, T., & Beebe, D. PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system. Lab Chip. 6,1548-1549 (2006).
  20. Frimat, J.P., et al. Plasma stencilling methods for cell patterning, Anal. Bioanal. Chem. 395 (3), 601-609 (2009).
  21. Huang, N.P., et al. Poly(L-lysine)-g-poly(ethylene glycol) layers on metal oxide surfaces: surface-analytical characterization and resistance to serum and fibrinogen adsorption. Langmuir. 17, 489-498 (2001).
  22. Li, N., & Folch, A. Integration of topographical and biochemical cues by axons during growth on microfabricated 3-D substrates. Exp. Cell Res. 311 (2), 307-316 (2005).
  23. Huang, L.R., Cox, E.C., Austin, R.H., & Sturm, J.C. Continuous particle separation through deterministic lateral displacement. Science. 304 (5673), 987-990 (2004).
  24. Yang, Z., et al. A review of nanoparticle functionality and toxicity on the central nervous system. J. R. Soc. Interface. 7, doi: 10.1098/rsif.2010.0158.focus (2010).
  25. Brenneman, K.A., et al. Direct olfactory transport of inhaled manganese ((MnCl2)-Mn-54) to the rat brain: Toxicokinetic investigations in a unilateral nasal occlusion model. Toxicol. Appl. Pharm. 169 (3) 238-248 (2000).
  26. Magalães, A.C., et al. Uptake and neuritic transport of scrapie prion protein coincident with infection of neuronal cells. J. Neurosci. 25 (21), 5207-5216 (2005).
  27. Diogenes, M. J., et al. Extracellular alpha-synuclein oligomers modulate synaptic transmission and impair LTP via NMDA-receptor activation. J Neurosci. 32 (34), 11750-11762 (2012).
  28. Egger, B., et al. In vitro imaging of primary neural cell culture from Drosophila. Nat. Protoc. 8 (5), 958-965 (2013).
check_url/fr/51389?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Dinh, N., Chiang, Y., Hardelauf, H., Waide, S., Janasek, D., West, J. Preparation of Neuronal Co-cultures with Single Cell Precision. J. Vis. Exp. (87), e51389, doi:10.3791/51389 (2014).

View Video