영구와 광범위한 신경 세포의 형질 도입에 대한 신생아 마우스 뇌의 뇌실 바이러스 감염
Summary
Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.
Abstract
과학적 진보의 속도가 급속하게 가속으로, 새로운 방법은 빠르고 쉽게 마우스 뇌에서 유전자 발현을 조작하는 실험 신경 필요하다. 여기에서 우리는 첫째 신생아 마우스의 뇌에 바이러스처럼 인코딩 유전자의 직접 두개 내 배달 Passini와 울프에 의해 도입 된 기술을 설명합니다. 가장 기본적인 형태에서, 절차는 얼음 양동이 마이크로 리터 주사기를 필요로한다. 그러나, 프로토콜은 기술에 대한 새로운 연구 일관성을 향상시키기 위해 정위 된 프레임과 함께 사용하도록 구성 될 수있다. 방법은 뇌실막 라이닝 여전히 출생 후 처음 12-24 시간 동안 미숙 상태에서 뇌 실질에 대뇌 심실에서 자유롭게 이동하는 아데노 – 연관 바이러스 (AAV)의 능력에 의존한다. 뇌 신경 세포에 걸쳐 광범위하게 전달이 시대 결과에서 AAV의 뇌 실내 주입. 식 주입 일 이내에 시작 lifetim 지속동물의 예. 바이러스 역가가 형광 단백질의 공동 발현은 형질 도입 된 세포의 중요한 라벨을 제공하는 반면, 형질 뉴런의 밀도를 제어하기 위해 조절 될 수있다. 두 기성품 사전이 패키지 시약 및 커스텀 바이러스 제제를 제공하는 바이러스 코어 시설 상승 가용성이 방법은 빠르고 쉽고 훨씬 저렴 마우스 뇌에서 유전자 발현을 조작하기위한 적시 방법을 제공한다 기존의 생식 세포 공학을.
Introduction
신경 유전자 발현을 변경하기위한 전통적인 방법은 시간과 비용이 많이 소요 생식선 조작을 필요로한다. 노보 데 대체 빠른 결과를 얻을 수 및 비용이 덜 드는하지만 복잡한 수술 적 치료 1-3을 요구하는 단점이있다 자궁 전기 천공 법 (electroporation) 또는 정위 렌티 바이러스 주입에 같은 접근한다. 또한, 형질 전환 유전자의 발현은 이들 방법으로 한정 공간 범위를 갖는다. 여기서, 우리는 신생아 마우스의 뇌에 아데노 – 관련 바이러스 (AAV)의 뇌 실내 주입을 통해 광범위한 신경 세포 조작을위한 빠르고, 쉽고, 경제적 인 방법을 설명합니다. 이 방법은 첫째, AAV 그것이 미숙 뇌실막 장벽을 통해 뇌 실질 (4)에 횡 심실로부터 전달대로 뇌척수액 내에서 확산 할 수의 그들이 작은 입자 크기를 제시 2001, 존 울프 마르코 Passini 의해 설명되었다 5. F 내 AAV의 뇌 실내 주입IRST 출생 수익률 후각 전구에서 뇌간 6,7로, 뇌의 모든 영역에 걸쳐 신경 부분 집합의 광범위한 바이러스 전달 후 24 시간. 바이러스 성으로 배달 된 유전자는 표현 주입 일 이내에 활성 및 전달 후 최대 1 년 동안 지속된다. 따라서,이 다양한 조작은 출생 초기 뇌 발달에서 성인의 노화 및 퇴행성 변화에 이르기까지 다양한 연구를 할 수 있습니다.
이 뉴런 6 열 변환에서 가장 효율적이므로 우리의 요구에 특정한 실험 기법을 적응에서는 주로 AAV8 혈청 형에 초점을 맞추고있다. 우리는 바이러스 역가가 유전자 조작 실험의 테스트 셀 고유의 결과에 대한 형질 뉴런의 밀도를 제어하기 위해 희석 될 수 있음을 보여준다. 또한, 우리는이 바이러스 혈청 형에 대한 선택에 따라 별개의 뉴런 또는 중첩 세트를 향해 바이어스된다 발현 패턴을 생성하기 위해 공동으로 주입 될 수 있음을 입증바이러스 성 포장. 우리의 연구는 신경 과학 실험 설정의 넓은 범위에서 사용하기위한이 기술의 기능성을 확장한다.
Protocol
Representative Results
Discussion
우리는 신생아 마우스의 뇌에 널리 전달을위한 수단으로 AAV를 사용하여 신경 세포의 유전자 발현을 조작하기위한 다양한 절차를 설명했다. 이러한 자궁 일렉트로 일 또는 정위 두개 내 주사 2,3에서와 같이 신경 세포의 형질 전환의 다른 방법에 비해 신생아 바이러스 감염은 비교적 쉽고 간단합니다. 기본 절차는 얼음 양동이 및 마이크로 리터 주사기로 분에 수행 할 수 있습니다….
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
This research was supported by the Robert A. and Rene E. Belfer Family Foundation, NIA R21 AG038856 (JLJ), BrightFocus Foundation Alzheimer’s Disease research grant A2010097 (JLJ), and NIA Biology of Aging Training grant T32 AG000183 (support for SDG).
Materials
| Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| ICR outbred mice | Harlan | Hsd:ICR (CD-1) | This strain is also known as CD-1 |
| FVB inbred mice | The Jackson Laboratory | 1800 | 5-6 weeks of age |
| Nestlets | Lab Supply | NESTLETS | |
| Shepherd shacks | Lab Supply | SS-mouse | |
| High fat rodent chow | Purina Mills | PicoLab Mouse diet 20, #5058 | This is our standard breeder chow |
| High fat rodent chow (alternative) | Harlan Laboratories | Teklad Global 19% protein rodent diet #2019S | If low phytoestrogen, autoclavable diet is needed |
| Injection syringe | Hamilton | 7653-01 | 10 ml syringe |
| Injection needles | Hamilton | 7803-04, RN 6PK PT4 | 32 gauge, for standard P0 injections |
| Metal plate for cryoanesthesia | McMaster Carr | 8975K439 | Raw aluminum plate, 6” x 12”, 0.25” thick, will need to be cut into 3 equal pieces and edges sanded by local machine shop |
| Small animal stereotaxic device with digital readout | David Kopf Instruments | Model 940 | |
| Universal syringe holder with needle support foot | David Kopf Instruments | Model 1772-F1 | |
| Neonatal frame | Stoelting | 51625 | Officially called a mouse and neonatal rat adaptor |
| Biohazard disposal bags with sterile indicator | VWR | 14220-030 | Important! – Check with local veterinary and environmental safety staff to learn your institute’s protocol for biohazard waste disposal |
References
- De Vry, J., et al. In vivo electroporation of the central nervous system: a non-viral approach for targeted gene delivery. Progress in neurobiology. 92, 227-244 (2010).
- Sun, B., Gan, L. Manipulation of gene expression in the central nervous system with lentiviral vectors. Methods Mol Biol. 670, 155-168 (2011).
- Puntel, M., et al. Gene transfer into rat brain using adenoviral vectors. Curr Protoc Neurosci. 4, (2010).
- Passini, M. A., Wolfe, J. H. Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector. J Virol. 75, 12382-12392 (2001).
- Passini, M. A., et al. Intraventricular brain injection of adeno-associated virus type 1 (AAV1) in neonatal mice results in complementary patterns of neuronal transduction to AAV2 and total long-term correction of storage lesions in the brains of beta-glucuronidase-deficient mice. J Virol. 77, 7034-7040 (2003).
- Kim, J. Y., et al. Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo. Eur J Neurosci. 37, 1203-1220 (2013).
- Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PloS one. 8, (2013).
- Croyle, M. A., Cheng, X., Wilson, J. M. Development of formulations that enhance physical stability of viral vectors for gene therapy. Gene therapy. 8, 1281-1290 (2001).
- Bauer, H. C., Bauer, H. Neural induction of the blood-brain barrier: still an enigma. Cellular and molecular neurobiology. 20, 13-28 (2000).
- Cearley, C. N., et al. Expanded repertoire of AAV vector serotypes mediate unique patterns of transduction in mouse brain. Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 16, 1710-1718 (2008).
- Grimm, D., et al. In vitro and in vivo gene therapy vector evolution via multispecies interbreeding and retargeting of adeno-associated viruses. J Virol. 82, 5887-5911 (2008).
