Creëren Anatomisch nauwkeurige en reproduceerbare Intracranial Xenograften van Human hersentumoren
Summary
De hersenen is een unieke site met eigenschappen die niet goed weergegeven door in vitro of ectopische analyses. Orthotopische muismodellen met reproduceerbare ligging en groei-eigenschappen op betrouwbare wijze kan worden gemaakt met intracraniële injecties met een stereotaxisch fixatie instrument en een lage druk spuit pomp.
Abstract
Orthotopische tumor modellen zijn op dit moment de beste manier om de studie van de eigenschappen van een type tumor, met en zonder interventie, in de context van een levend dier – vooral op locaties met unieke fysiologische en architectonische kwaliteiten, zoals de hersenen In vitro en buitenbaarmoederlijke modellen niet kunnen. goed voor functies zoals het vaatstelsel, bloed-hersenbarrière, het metabolisme, drug delivery en toxiciteit, en een tal van andere relevante factoren. Orthotopische modellen hebben hun beperkingen ook, maar met de juiste techniek tumorcellen plaats nauwkeurig worden geënt in weefsel dat het meest bootst omstandigheden in het menselijk brein. Door het gebruik van methoden die precies afgemeten hoeveelheden te leveren aan nauwkeurig gedefinieerde locaties in een gelijkmatige en druk, muismodellen van menselijke hersentumoren met voorspelbare groei kan reproduceerbaar worden gemaakt en zijn geschikt voor een betrouwbare analyse van de verschillende interventies. De hier beschreven protocol is gericht op de technische de details van het ontwerpen van en de voorbereiding op een intracraniële injectie, het uitvoeren van de operatie, en het waarborgen van een succesvolle en reproduceerbare tumorgroei en biedt aanknopingspunten voor een verscheidenheid van aandoeningen die kunnen worden aangepast voor een waaier van verschillende hersentumor modellen.
Introduction
In vitro studies van hersentumor cellen onschatbare waarde voor het ontleden van de moleculaire mechanismen die groei, overleving, migratie en invasie van kankercellen; gekweekte cel experimenten kunnen definiëren signaalwegen, wijzen op een mogelijke therapeutische doelwitten en karakteriseren cellulaire respons op de behandeling met geneesmiddelen. Maar in vitro systemen zijn veel te simplistisch om organismal reactie op geneesmiddelen te voorspellen; ze missen de fysiologische reacties, immuunreacties, cel micro-omgeving, en de algehele heterogeniteit van levende dier-systemen. Genetisch gemanipuleerde modellen kunnen van onschatbare waarde, wanneer deze beschikbaar zijn, maar moleculaire verschillen tussen soorten en muizen cellen kunnen gebeurtenissen in de menselijke processen niet recapituleren, wat resulteert in aanzienlijke verschillen bij het vergelijken van diermodellen om de klinische waarnemingen 1. Muis xenograft modellen met subcutane (SQ) injectie van menselijke hersenen tumorcellijnen onder de huid van de flank zijn eenvoudig uit te voerenen meten; ze kunnen worden gebruikt om de effecten van genetische modificatie en toediening / aflevering, metabolisme en toxiciteit pakken. Belangrijke nadelen beperken echter de bruikbaarheid van SQ modellen. De micro niet recapituleren die van een natuurlijk voorkomende hersentumor: de interacties van verschillende celtypes en weefsels; de plaatselijke vaatstelsel, en vele andere factoren uniek aan de hersenen kan niet worden gerepliceerd. Om nauwkeuriger reproduceren unieke milieu van een natuurlijk voorkomend hersentumor en test de effecten van farmaceutische interventie, zou een muis orthotopic model worden gebruikt. Verder kan orthotope technieken worden gebruikt als onderdeel van een genetisch gemanipuleerde benadering waarin humane primaire niet-kankercellen (gedifferentieerde of progenitor) genetisch gemodificeerd en geïnjecteerd in de desbetreffende plaats van een muis, met of zonder menselijke stroma cellen, resulterend in tumorigenese vergelijkbaar met dat bij de mens 1.
Dit artikel beschrijfteen methodologie om hersentumoren nauwkeurig en reproduceerbaar te creëren in muizen. Met deze techniek kan de gebruiker nauwkeurig injecteren van een kleine hoeveelheid van gesuspendeerde cellen in een opgegeven locatie van de fronto-parieto-temporale gebied van de muis hersenschors. Mouse mortaliteit is zeer laag; in onze handen, zijn er geen muizen stierven van chirurgische complicaties na 185 procedures. Kenmerken van het resulterende tumor te vergelijken met die van typische klinische tumoren; bijvoorbeeld: snelheid van groei, graad van necrose, invasiediepte, heterogeniteit van celtype aanwezigheid van mitotische cellen merkers van proliferatie en apoptose, etc. Cellijnen of gescheiden menselijk weefsel of tumor samples dan geëvalueerd worden op basis van hun vermogen simuleren feitelijke klinische presentatie. Pharmaceuticals, geselecteerd op basis van hun prestaties in celkweek, kunnen worden getest in de context van een functionerende stofwisseling, bloedsomloop en bloed-hersenbarrière zoals die per dier belast witha tumor, alle in een relevante architecturale context. Bovendien kan de gekozen injectie cellen genetisch gemodificeerd worden om het effect van specifieke knockdowns, deleties onderzoeken knock-ins, mutaties, etc. tumorgroei en overleving.
Een aantal publicaties documenteren tumoren studies met verschillende intracraniale technieken. Yamada et al. Heeft een gedetailleerde studie van de injectie van kleurstof en U87 cellen en vond dat volume en injectiesnelheid minimaliseren produceerde de beste tumor 2. . Brooks et al gevonden superieure reproduceerbaarheid en efficiëntie met behulp van een microprocessor gestuurde injector in plaats van een handmatige methode om virale vectoren te leveren; hun conclusies ten aanzien van optimale injectie parameters zijn van toepassing op mobiele aflevering 3. Shankavaram et al. Aangetoond dat glioblastoma multiforme (GBM) cellijnen geïnjecteerd orthotopically (met een handmatige methode) in de hersenen recapituleerde het genexpressieprofiel van het clinical tumoren beter dan ofwel in vitro of SQ xenotransplantaten, die het gebruik van intracraniale modellen voor preklinische studies 4. Giannini et al. Geïnjecteerde cellen uit humane biopten die in de flanken van naakt muizen hadden geleden door seriële passages in de hersenen van aanvullende muizen en aangetoond dat deze benadering bewaarde patiënt tumor gen veranderingen in het model 5. Vergelijkbare resultaten werden gerapporteerd door Yi c.s. 6. Met behulp van een stereotaxisch setup en nauwkeurig gedefinieerde injectieplaats, en een langzame en gestage injectie snelheid, verkregen zij reproduceerbaar hersentumoren met consistente groei en een hoog (100%) aanslaan tarief. De geldigheid van deze techniek is dan ook goed ingeburgerd; een literatuuronderzoek blijkt dat de toepassingen van deze techniek zijn uitgebreid. Carty et al. Gebruikt intracraniële injecties om virale vectoren die therapeutische genen met succes te leveren in de frontale cortex van transgenic model van de ziekte van Alzheimer 7. Thaci et al. De toepassing beschreven van intracraniale injecties therapeutische oncolytische adenovirus leveren een neurale stamcel gebaseerde drager in naakt muizen reeds uitvoert orthotopically ingespoten GBM tumoren 8. Duidelijk, intracraniële injecties zijn een veelzijdige en effectieve tool voor preklinisch onderzoek. Eerdere publicaties in The Journal of Gevisualiseerd Experimenten beschrijven fundamentele benaderingen 9-11, maar we nemen het concept van intracraniële tumor injectie en orthotopic modelleren naar een hoger niveau van precisie met behulp van eenvoudig te master-technologie.
Protocol
Representative Results
Discussion
Orthotopische muismodellen van menselijke hersenen kanker kan een uitstekend hulpmiddel voor het beoordelen van de effectiviteit van klinische therapieën te zijn, maar zorg moeten worden genomen om de plaatsing van de cellen in het hersenweefsel te optimaliseren. Studies hebben aangetoond dat overmatige hoeveelheid volumes suboptimale injectietechniek en haastige injectiesnelheden kan leiden tot lekkages en de verschijning van tumorcellen in ongewenste plaatsen (ventrikels, ruggenmerg, extradurale gebieden, etc.)</…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dr Keating wordt gefinancierd door DOD subsidie CA100335 en is een St. Baldrick's Foundation Scholar.
Materials
| Name of Reagent/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Equipment | |||
| Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console. | Kopf | Model 940 | |
| Mouse Gas Anesthesia Head Holder | Kopf | Model 923-B | |
| Mouse Ear Bars | Kopf | Medel 922 | |
| Fiber Optic Illuminator | Fisher | 12-562-36 | |
| UltraMicroPump III | WPI | UMP3 | |
| Micro4 microprocessor | WPI | UMC4 | |
| Variable speed hand-held rotary drill | Dremel | Model 300 | |
| Dental drill bit, 1.0 mm | Spoelting | 514554 | |
| Adaptor for dental drill bit: 3/32 inch collet | Dremel | 481 | |
| Heating pad | for mice | ||
| Isoflurane vaporizer system | for mice | ||
| Medical tubing and connectors | to connect isoflurane vaporizer with stereotaxic frame | ||
| Instruments | |||
| Precision 25 ul micro syringe | Hamilton | 7636-01 | Model 702, without needle |
| Microsyringe needles, 26s gauge | Hamilton | 7804-04 | RN, 25 mm point style 2 |
| Fine-tipped scissors (straight, sharp/sharp) | |||
| Medium-sized standard scissors | |||
| Standard serrated forceps | |||
| Serrated hemostats (2) | |||
| Fine-tipped forceps | |||
| Supplies | |||
| Sutures 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon) | MWI | J463G | |
| Surgical blades #10, stainless (Feather) | Fisher | 296#10 | |
| Isoflurane (Fluriso) | VetOne | NDC 13985-528-60 | Item #502017. Liquid inhalation anesthetic. federal law restricts this drug to use by or on the order of a licensed veterinarian. |
| Carprofen (Rimadyl Injectable 50 mg/mL) | Pfizer | NDC 61106-8507-01 | dilute in saline |
| Ophthalmic ointment (artificial tears) | Rugby | NDC 0536-6550-91 | |
| Topical antibiotic (AK-Poly-Bac ) | Akorn | NDC 17478-238-35 | |
| Povidone-iodine topical antiseptic, 10% (Betadine) | Betadine | NDC 67618-150-04 | |
| Hydrogen Peroxide, 30% | Fisher | H325-100 | for visualizing skull landmarks |
| Sterile saline | VetOne | NDC 13985-807-25 | for diluting solutions, cleaning tissue |
| Bone wax | WPI | Item #501771 | |
| Sterile drapes | McKesson | 25-517 | |
| Sterile surgical gloves | McKesson | (to fit) | |
| Sterile gauze pads, 2 x 2 | Fisherbrand | 22028556 | |
| Sterile gauze pads, 4 x 4 | Fisherbrand | 22-415-469 | |
| Alcohol prep pads (medium) | PDI | B603 | |
| Sterile cotton-tipped applicators | Fisherbrand | 23-400-114 | |
| Sterile 0.5 ml screw cap tube with caps for cells | USA Scientific | 1405-4700 | for cells |
| Individually wrapped sterile dispo pipettes | Fisher | BD 357575 | for needle cleaning solutions |
| BD insulin syringes with needles | Fisher | 329461 | for analgesic |
| 70% ethanol | for cleaning | ||
| Sterile di H2O | for cleaning | ||
| Microfuge tubes for cleaning solutions | for needle cleaning solutions | ||
| Felt tip pen (dedicated) | for marking skull |
References
- Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research. Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).
- Yamada, S., et al. A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain. The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).
- Brooks, A. I., et al. Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector. Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).
- Shankavaram, U. T., et al. Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma. Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).
- Giannini, C., et al. Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme. Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).
- Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. Y. EGFR gene overexpression retained in an invasive xenograft model by solid orthotopic transplantation of human glioblastoma multiforme into nude mice. Cancer investigation. 29, 229-239 (2011).
- Carty, N., et al. Intracranial injection of AAV expressing NEP but not IDE reduces amyloid pathology in APP+PS1 transgenic mice. PLos ONE. 8, e59626 (2013).
- Thaci, B., et al. Pharmacokinetic study of neural stem cell-based cell carrier for oncolytic virotherapy: targeted delivery of the therapeutic payload in an orthotopic brain tumor model. Cancer gene therapy. 19, 431-442 (2012).
- Ozawa, T., James, C. D. Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. J. Vis. Exp. (41), (2010).
- Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation. J. Vis. Exp. (83), (2014).
- Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme. J. Vis. Exp. (67), (2012).
- Iwami, K., et al. A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models. Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).
