Summary

화학 고정하여 X-ray 형광 이미징 부착 세포를 준비

Published: March 12, 2015
doi:

Summary

Here, we present a protocol on how to determine the quantity and distribution of metals in a sample using synchrotron X-ray fluorescence. We focus on adherent cells, and describe the chemical fixation method to prepare this sample. We then describe how to mount and image the sample using synchrotron X-rays.

Abstract

X-ray fluorescence imaging allows us to non-destructively measure the spatial distribution and concentration of multiple elements simultaneously over large or small sample areas. It has been applied in many areas of science, including materials science, geoscience, studying works of cultural heritage, and in chemical biology. In the case of chemical biology, for example, visualizing the metal distributions within cells allows us to study both naturally-occurring metal ions in the cells, as well as exogenously-introduced metals such as drugs and nanoparticles. Due to the fully hydrated nature of nearly all biological samples, cryo-fixation followed by imaging under cryogenic temperature represents the ideal imaging modality currently available. However, under the circumstances that such a combination is not easily accessible or practical, aldehyde based chemical fixation remains useful and sometimes inevitable. This article describes in as much detail as possible in the preparation of adherent mammalian cells by chemical fixation for X-ray fluorescent imaging.

Introduction

형광 이미징은 정체성과 샘플에 존재하는 원소의 양을 모두 허용 X 선은 공간적으로 해결한다. 입사 X 선은, 주목 무거운 요소의 결합 에너지 전자보다 크도록 선택된 에너지, 핵 (1)에 내측 쉘 전자의 결합 에너지를 극복. 이 전자 껍질에 '구멍'을 만듭니다. 높은 에너지의 전자가이 구멍으로 아래로 떨어질 때, 형광 X 선 파장이 그 궤도의 에너지 분리에 의존 방출된다. 오비탈의 에너지 간격은 주어진 요소의 특징이기 때문에, X 선 형광 발광 소자는 파장에 의존하는 특성을 갖는다. 그것은 본 요소의 식별을 허용 특성이 파장에서 발광된다. 형광 강도의 보정은 본 소자의 정량을 허용한다.

X 선 형광 microscopY (XFM)는 부분적으로 같은 봄-8 일본, 유럽 방사선 싱크로 시설 프랑스 (ESRF) 및 고급 광자 소스 (의 것과 매우 화려한 X 선 싱크로트론 소스의 개발, 점점 더 활용되고있다 미국 2 APS). 이 소스는 매우 높은 강도의 X 선 빔을 제공한다. 동시에, 이러한 존 플레이트 기술과 같은 X 선 광학 개선은 다소 비효율적 3이라도 서브 마이크론 이러한 스폿 빔의 포커싱을 허용했다. 매우 고강도 빔, 현재 이용 가능한 기술을 검출기로 측정 할 수있는 세포에서 내인성 금속을 자극하기에 충분하다 집중 될 수 광의 심지어 비교적 소량 생산 신호. 따라서, 셀에서 금속의 화학 생물학을 연구하는 것은이 기술 4-10 최근 개발 많은 이용한다 특히 하나의 애플리케이션이다.

앱 동안 고려해야 할 많은 중요한 요소가 있습니다XFM을 누워 배양 된 포유 동물 세포 또는 다른 생물학적 시료의 원소 분포와 정량화를 조사합니다. 첫째, 샘플은 의미있는 것으로 측정 위해서는, 모두 구조적 및 원소 조성에 대하여, 그대로 유지되어야한다. 그것이 집광 X 선 빔에 의해 야기 될 수 방사선 손상에 강건한되도록 둘째, 표본은 어떠한 방법으로 보존되어야한다. 시료가 한 번에 이러한 기준을 모두 만족시킬 수있는 한 가지 방법은 급속 유리체, 비결정질 얼음 11,12으로 고정된다는 것이다. 급속 동결은 종종 플 런지 동결 또는 높은 압력이 13 ~ 16 동결 등 다양한 냉동 보존 기술을 통해 달성된다. 그것은 일반적으로 냉동 보존이 가능한 원시 상태에 가까운 생물학적 샘플에서 전체 세포의 구조와 화학 성분을 보존하는 것이 허용됩니다. 세포 및 조직 내로의 고정 제 느리고 침투로 인한 선택적 한편 화학 고정, w로서엘 막 투과성과 같은 이후의 변화는 다양한 세포 이온 특히 CL, 칼슘과 K로 확산 이온 따라서 17 ~ 19 차선의 이러한 요소의 조사를 렌더링, 침출 손실 또는 이전 할을 허용 할 수있다. 특히 부착 포유 동물 세포의 일반적인 화학 고정, 이상 극저온 고정의 분명한 이점에도 불구하고, 동결 보존은 다양한 한계 20-23있다. 가장 눈에 띄는 사람은 없습니다 모든 연구소가 냉동 보존 장비에 쉽게 접근 할 수 있다는 것입니다. 심지어 현재 대부분의 고압 냉장고 또는 냉동고는 지금까지 세포가 배양되는 곳에서 할 수있다 냉동 시설의 부분 집합에 의해 비용과 소유 뛰어 들다. 냉동 보존의 장점은 셀에 배치 여행 스트레스의 단점과 교환 될 수 있습니다. 동결 반드시 X 선 형광 분석을위한 샘플을 보존하는 방식으로 가장 엄격한 동안 따라서, 확실히 모든 상황에서 모든 연구에 가장 접근 아니다;않으며 항상 필수적인 – 관심 금속 단단히 고정 가능한 거대 분자에 결합하고, 샘플을 이미지화 된 해상도가 건조시 발생할 수있는 초 미세의 손상보다 큰 경우. 주의 사항 24 염두에, 화학 고정 및 건조는 적절한 선택이 될 수 있습니다.

성공적인 X-ray 형광 이미징 실험에서 다른 요소는 적절한 분석을 포함한다. X 선 형광 촬상 근본적 공간 해상도를 제공하기 위해 래스터 주사와 함께 X-ray 형광 발광 스펙트럼이다. 수집 된 X 선 형광 방출 스펙트럼은 발광 피크, 배경, 및 입사 빔의 탄성 및 비탄성 산란 피크를 겹치는 조합을 함유한다. 이러한 기여 디 컨벌루션 및 발광 피크 피팅 가능 소프트웨어는이 필드 (25)에 중요한 발달이었다. 또한, 개발 및 상업적인 DIST재료 수량 형광 강도 상대적인 보정하는 공지 된 조성물의 박막 표준 ribution도 매우 중요했다.

이 프로토콜은 화학적 고정 및 공기 건조 부착 세포의 제조에 대한 설명을 제공한다. 이 과정에서 중요한 단계는 종종 성공에 특정 패션 키에 부드러운 세정을 잘 준수하지 않는 실리콘 질화물 윈도우에있는 세포의 성장이다.

Protocol

악기, 기판, 문화 미디어와 요리 1. 준비 실리콘 나이트 (시 3 N 4) 윈도우의 취급. 한편으로 캡슐의 타단을 회전시키면서 약간 창 자체 짜지하는 방식으로 윈도우를 함유 한 단부를 압착하여 캡슐을 연다. 역의 쌍을 확인, 실체 현미경 아래 뾰족한 핀셋 끝에 접착제, 틈새 나 굴곡이 없는지 확인합니다. 그렇지 않으면, 창은 핀셋으로 파손 또는 후속 단계에서 ?…

Representative Results

생물학적 시료에 대한 정보를 제공하는 X 선 형광 영상의 능력은 이들 샘플들은 실험의 시간 규모에서 방사선 손상에 견고 이러한 방식으로 제조되는 달려 있으며, 아직 그들의 화학적 및 구조적 특징은 잘 아르 보존. 정착은 셀의 이러한 측면을 (도 1)를 보존 나타내는 – 전술 한 바와 같이 제조 및 묘화 된 시료의 결과를보고에서는, 본 소자의 변동이 있음을 볼 수있다. <p class="jove_…

Discussion

X 선 형광 이미징은 지구과학, 재료 과학, 화학 생물학 26-34 등 많은 분야에서 유용하다. 싱크로트론 X- 레이의 발전, 그리고 그들의 초점은 매우 강도 높은 빔을 생산. 집중 X 선은 현재 이용 가능한 실리콘 드리프트 검출기 기술로 측정 할 수있다 신호를 생성하는 현재 존재하는 세포에서 내인성 금속을 자극하기에 충분한 광선. 그리고 셀 내에서 금속의 화학 생물학을 연구하는 것은이 분?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors acknowledge Stefan Vogt for his assistance in the fitting of the representative data shown in this paper, and helpful discussions. The authors also acknowledge Chris Jacobsen for his support to Q. J.

Use of the Advanced Photon Source, beamlines 2-ID-E and 8-BM-B, at Argonne National Laboratory was supported by the U. S. Department of Energy, Office of Science, Office of Basic Energy Sciences, under Contract No. DE-AC02-06CH11357.

Materials

silicon nitride windows Silson Ltd/J B J Business Park/Northampton Rd, Northampton NN7 3DW, United Kingdom No part numbers available. Order by size. Membrane size: 1.5 mm x 1.5 mm.  Thickness 500 nm.  Frame size: 5 mm x 5 mm.  Frame thickness: 200 µm Alternate source: SPI Supplies / Structure Probe, Inc.West Chester, PA
reverse tweezers Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 78520-5X EMS 5X, NC – Ultra Fine Tweezers
rubber grid mat Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 71170 Round Grid Mat
acetic acid Sigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Fax: 800-325-5052 338826 trace metals grade concentrated acetic acid
PIPES buffer Sigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Fax: 800-325-5052 P6757 solid PIPES buffer
formaldehyde stock solution Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 RT 17113 10 x 10mL ampules of 20% aqueous paraformaldehyde

References

  1. Thompson, A. C. . Center for X-ray Optics and Advanced Light Source. , 1-53 (2009).
  2. Helliwell, J. R. Synchrotron radiation facilities. Nat. Struct. Biol. 5, 614-617 (1988).
  3. Lai, B., et al. X-ray Phase Zone Plate Fabricated by Lithographic Techniques. Appl. Phys. Lett. 61 (16), 1877-1879 (1992).
  4. Dodani, S. C., et al. Calcium-dependent copper redistributions in neuronal cells revealed by a fluorescent copper sensor and X-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 108 (15), 5980-5985 (2011).
  5. Finney, L., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals large-scale relocalization and extracellular translocation of cellular copper during angiogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104 (7), 2247-2252 (2007).
  6. Kehr, S., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals the role of selenium in spermatogenesis. J. Mol. Biol. 389 (5), 808-818 (2009).
  7. McCormick, N., Velasquez, V., Finney, L., Vogt, S., Kelleher, S. L. X-ray fluorescence microscopy reveals accumulation and secretion of discrete intracellular zinc pools in the lactating mouse mammary gland. PloS One. 5 (6), (2010).
  8. Paunesku, T., Vogt, S., Maser, J., Lai, B., Woloschak, G. X-ray fluorescence microprobe imaging in biology and medicine. J. Cell. Biochem. 99 (6), 1489-1502 (2006).
  9. Twining, B. S., et al. Quantifying trace elements in individual aquatic protist cells with a synchrotron X-ray fluorescence microprobe. Anal. Chem. 75 (15), 3806-3816 (2003).
  10. Chen, S., et al. The Bionanoprobe: hard X-ray fluorescence nanoprobe with cryogenic capabilities. J Synchrotron Radiat. 21, 66-75 (2014).
  11. Medalia, O., et al. Macromolecular architecture in eukaryotic cells visualized by cryoelectron tomography. Science. 298 (5596), 1209-1213 (2002).
  12. Forster, F., Medalia, O., Zauberman, N., Baumeister, W., Fass, D. Retrovirus envelope protein complex structure in situ studied by cryo-electron tomography. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (13), 4729-4734 (2005).
  13. Muller, M., Moor, H. . Science of Biological Specimen. , 131-138 (1984).
  14. Moor, H., Riehle, U. . Proceedings of the 4th Eur. Reg. Conference Electron. , 33-34 (1968).
  15. Sitte, H. Advanced instrumentation and methodology related to cryoultramicrotomy: a review. Scanning Microsc Suppl. 10, 387-463 (1996).
  16. Studer, D., Graber, W., Al-Amoudi, A., Eggli, P. A new approach for cryofixation by high-pressure freezing. J. Microsc. 203, (Pt. 3, 285-294 (2001).
  17. Matsuyama, S., et al. Elemental mapping of frozen-hydrated cells with cryo-scanning x-ray fluorescence microscopy). X-Ray Spectrom. 39, 260-266 (2010).
  18. Schrag, M., et al. The effect of formalin fixation on the levels of brain transition metals in archived samples. Biometals. 23 (6), 1123-1127 (2010).
  19. James, S. A., et al. Quantitative comparison of preparation methodologies for X-ray fluorescence microscopy of brain tissue. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 401 (3), 853-864 (2011).
  20. Al-Amoudi, A., et al. Cryo-electron microscopy of vitreous sections. EMBO J. 23 (18), 3583-3588 (2004).
  21. Bouchet-Marquis, C., Hoenger, A. Cryo-electron tomography on vitrified sections: a critical analysis of benefits and limitations for structural cell biology. Micron. 42 (2), 152-162 (2011).
  22. Bouchet-Marquis, C., Dubochet, J., Fakan, S. Cryoelectron microscopy of vitrified sections: a new challenge for the analysis of functional nuclear architecture. Histochem. Cell Biol. 125 (1-2), 1-2 (2006).
  23. Mesman, R. J. A novel method for high-pressure freezing of adherent cells for frozen hydrated sectioning and CEMOVIS. J. Struct. Biol. 183 (3), 527-530 (2013).
  24. Hackett, M. J., et al. Chemical Alterations to murine brain tissue induced by formalin fixation: implications for biospectroscopic imaging and mapping studies of disease pathogenesis. Analyst. 136 (14), 2941-2952 (2011).
  25. Vogt, S. MAPS: A set of software tools for analysis and visualization of 3D x-ray fluorescence data sets. J Phys IV France. 104, 635-638 (2003).
  26. Vantelon, D., Lanzirotti, A., Scheinost, A. C., Kretzschmar, R. Spatial distribution and speciation of lead around corroding bullets in a shooting range soil studied by micro-X-ray fluorescence and absorption spectroscopy. Environ. Sci. Technol. 39 (13), 4808-4815 (2005).
  27. Robison, G., et al. X-ray fluorescence imaging of the hippocampal formation after manganese exposure. Metallomics : Integrated Biometal Science. 5 (11), 1554-1565 (2013).
  28. Hard Kemner, K. M. X-ray micro(spectro)scopy: a powerful tool for the geomicrobiologists. Geobiology. 6 (3), 270-277 (2008).
  29. Walsh, W. Scientific Testing of Beethoven’s Hair. 17, (2000).
  30. Casadio, F., Rose, V. High-resolution fluorescence mapping of impurities in historical zinc oxide pigments: hard X-ray nanoprobe applications to the paints of Pablo Picasso. Applied Physics A: Materials Science and Processing. 111 (1), 1-8 (2013).
  31. Leonardo, T., et al. Determination of elemental distribution in green micro-algae using synchrotron radiation nano X-ray fluorescence (SR-nXRF) and electron microscopy techniques–subcellular localization and quantitative imaging of silver and cobalt uptake by Coccomyxa actinabiotis. Metallomics : Integrated Biometal Science. 6 (2), 316-329 (2014).
  32. Wang, P., et al. Quantitative determination of metal and metalloid spatial distribution in hydrated and fresh roots of cowpea using synchrotron-based X-ray fluorescence microscopy. Sci. Total Environ. , 463-464 (2013).
  33. Ducic, T., et al. X-ray fluorescence analysis of iron and manganese distribution in primary dopaminergic neurons. J. Neurochem. 124 (2), 250-261 (2013).
  34. Kim, A. M., Vogt, S., O’Halloran, T. V., Woodruff, T. K. Zinc availability regulates exit from meiosis in maturing mammalian oocytes. Nature Chemical Biology. 6 (9), 674-681 (2010).
  35. Ortega, R., Cloetens, P., Deves, G., Carmona, A., Bohic, S. Iron storage within dopamine neurovesicles revealed by chemical nano-imaging. PloS One. 2 (9), (2007).
  36. Bohic, S., et al. Synchrotron hard X-ray microprobe: fluorescence imaging of single cells. Appl. Phys. Lett. 78 (22), 3544-3546 (2001).
  37. Kosior, E., et al. Combined use of hard X-ray phase contrast imaging and X-ray fluorescence microscopy for sub-cellular metal quantification. J. Struct. Biol. 177 (2), 239-247 (2012).
  38. Glesne, D., Vogt, S., Maser, J., Legnini, D., Huberman, E. Regulatory properties and cellular redistribution of zinc during macrophage differentiation of human leukemia cells. J. Struct. Biol. 155 (1), 2-11 (2006).
  39. McRae, R., Lai, B., Vogt, S., Fahrni, C. J. Correlative microXRF and optical immunofluorescence microscopy of adherent cells labeled with ultrasmall gold particles. J. Struct. Biol. 155 (1), 22-29 (2006).
  40. Yang, L., et al. Imaging of the intracellular topography of copper with a fluorescent sensor and by synchrotron x-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (32), 11179-11184 (2005).
  41. Wagner, D., et al. Elemental analysis of Mycobacterium avium-, Mycobacterium tuberculosis-, and Mycobacterium smegmatis-containing phagosomes indicates pathogen-induced microenvironments within the host cell’s endosomal system. J. Immunol. 174 (3), 1491-1500 (2005).
  42. Harris, H. H., et al. Time-dependent uptake, distribution and biotransformation of chromium(VI) in individual and bulk human lung cells: application of synchrotron radiation techniques. Journal Of Biological Inorganic Chemistry : JBIC : a publication of the Society of Biological Inorganic Chemistry. 10 (2), 105-118 (2005).
  43. Corezzi, S., et al. Synchrotron-based X-ray fluorescence imaging of human cells labeled with CdSe quantum dots. Anal. Biochem. 388 (1), 33-39 (2009).
  44. Marmorato, P., et al. Cellular distribution and degradation of cobalt ferrite nanoparticles in Balb/3T3 mouse fibroblasts. Toxicol. Lett. 207 (2), 128-136 (2011).
  45. Weekley, C. M., et al. distribution, and speciation of selenoamino acids by human cancer cells: X-ray absorption and fluorescence methods. Biochimie. 50 (10), 1641-1650 (2011).
  46. Yuan, Y., et al. Epidermal growth factor receptor targeted nuclear delivery and high-resolution whole cell X-ray imaging of Fe3O4@TiO2 nanoparticles in cancer cells. ACS Nano. 7 (12), 10502-10517 (2013).
  47. McRae, R., Bagchi, P., Sumalekshmy, S., Fahrni, C. J. In situ imaging of metals in cells and tissues. Chem. Rev. 109 (10), 4780-4827 (2009).
  48. Carter, E. A., et al. Silicon nitride as a versatile growth substrate for microspectroscopic imaging and mapping of individual cells. Molecular Biosystems. 6 (7), 1316-1322 (2010).
check_url/fr/52370?article_type=t

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Citer Cet Article
Finney, L. A., Jin, Q. Preparing Adherent Cells for X-ray Fluorescence Imaging by Chemical Fixation. J. Vis. Exp. (97), e52370, doi:10.3791/52370 (2015).

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