Summary

Forberedelse vedhæftende celler for X-ray fluorescens Imaging af Chemical Fiksering

Published: March 12, 2015
doi:

Summary

Here, we present a protocol on how to determine the quantity and distribution of metals in a sample using synchrotron X-ray fluorescence. We focus on adherent cells, and describe the chemical fixation method to prepare this sample. We then describe how to mount and image the sample using synchrotron X-rays.

Abstract

X-ray fluorescence imaging allows us to non-destructively measure the spatial distribution and concentration of multiple elements simultaneously over large or small sample areas. It has been applied in many areas of science, including materials science, geoscience, studying works of cultural heritage, and in chemical biology. In the case of chemical biology, for example, visualizing the metal distributions within cells allows us to study both naturally-occurring metal ions in the cells, as well as exogenously-introduced metals such as drugs and nanoparticles. Due to the fully hydrated nature of nearly all biological samples, cryo-fixation followed by imaging under cryogenic temperature represents the ideal imaging modality currently available. However, under the circumstances that such a combination is not easily accessible or practical, aldehyde based chemical fixation remains useful and sometimes inevitable. This article describes in as much detail as possible in the preparation of adherent mammalian cells by chemical fixation for X-ray fluorescent imaging.

Introduction

Røntgenfluorescens imaging giver mulighed for både identiteten og mængden af ​​elementer til stede i en prøve, der skal rumligt løst. Incident røntgenstråler, med et energi valgt til at være større end elektron bindingsenergi af det tungeste element af interesse, overvinde bindingsenergi af indre skalelektroner til kernen 1. Dette skaber en "hul" i elektron skallen. Som højere energi elektroner falder ned i disse huller, er fluorescerende røntgenstråler der udsendes, hvis bølgelængde afhænger af den energi, adskillelse af disse orbitaler. Da energi afstanden mellem orbitaler er karakteristisk for et givet grundstof, X-ray fluorescensemission har også karakteristiske bølgelængder, afhængigt af elementet. Det er denne emission ved en karakteristisk bølgelængde, der tillader identifikation af de tilstedeværende grundstoffer. Kalibrering af fluorescensintensiteten tillader kvantificering af elementer til stede.

Røntgenfluorescens mikroskopety (XFM) er blevet stadig mere anvendt, dels som følge af udviklingen af ​​meget strålende røntgen synkrotron kilder, som dem på Spring-8 i Japan, Europa Radiation Synchrotronbestrålingscenter Facility (ESRF) i Frankrig, og Advanced Photon Source ( APS) i USA 2. Disse kilder giver meget høj intensitet røntgenstråler. Samtidig forbedringer i X-ray optik, såsom zone plade teknologi tillod fokusering af disse bjælker til sub-micron pletter, omend temmelig ineffektivt 3. Med meget høj intensitet bjælker, selv en relativt lille mængde lys, der kan være fokuseret er tilstrækkelig til at excitere de endogene metaller i celler, der producerer signal, der kan måles med i øjeblikket tilgængelig detektor teknologi. Således studere den kemiske biologi af metaller i cellen er et program specielt, der gør brug af mange af den seneste udvikling i denne teknik 4-10.

Der er mange kritiske faktorer, der skal overvejes, mens appliggende XFM at undersøge elementært distribution og kvantificering af dyrkede pattedyrceller eller andre biologiske prøver. For det første skal den prøve, der skal holdes intakt, både strukturelt og med hensyn til dets elementære sammensætning, for målingen skal være meningsfuld. For det andet skal prøven også bevares på en måde, så det er hårdfør til skaden stråling, der kan være forårsaget af en fokuseret røntgenstråle. En måde, at en prøve kan opfylde begge disse kriterier på en gang skal fryses hurtigt ind i en glasagtig, amorf is 11,12. Hurtig indfrysning opnås ofte gennem forskellige kryopræservering teknikker såsom springet frysning eller højt tryk frysning 13-16. Det er almindeligt accepteret, at kryopræservering bevarer samlede cellulære arkitektur og kemiske sammensætninger i biologiske prøver så tæt på naturligt forekommende tilstand som muligt. Kemisk fiksering på den anden side, på grund af den langsomme og selektiv gennemtrængning af fikseringsmidler i celler og væv well som efterfølgende ændringer i membranpermeabilitet, kan tillade forskellige cellulære ioner især diffunderbare ioner, såsom Cl, Ca og K skal udvaskede, tabte eller flyttet, hvilket gør undersøgelse af disse elementer suboptimale 17-19. Trods den klare fordel, cryo-fiksering i forhold til kemisk fiksering i almindelighed, for adhærente mammale celler især kryopræservering har forskellige begrænsninger 20-23. Den mest oplagte er, at ikke alle forskningslaboratorium har nem adgang til kryokonservering instrumenter. De fleste nuværende højtryk frysere eller endda kaste frysere er dyre og ejes kun af en delmængde af kryo faciliteter, som kan være langt fra hvor cellerne inkuberes. Fordelen ved kryopræservering kan handles til ulempen ved at rejse stress placeret på cellerne. Medens kryopræservering er helt sikkert den mest stringente måde at bevare prøver til røntgen fluorescens analyse, det er bestemt ikke den mest tilgængelige for alle forskere under alle omstændigheder;det er heller ikke altid afgørende, – hvis metallerne af interesse tæt bundet til kan rettes makromolekyler, og den opløsning, som prøven skal afbildes, er større end den skade på ultra-mikrostruktur, der måtte opstå under tørring. Opmærksom på de forbehold 24, kan kemisk fiksering og tørring være et passende valg.

Andre faktorer i en succesfuld røntgenfluorescens imaging eksperiment omfatter grundig analyse. Røntgenfluorescens billeddannelse er fundamentalt røntgenfluorescens emissionsspektroskopi kombineret med raster-scanning til at give rumlig opløsning. X-ray fluorescensemissionsspektrer indsamlede indeholde en kombination af overlappende emissionstoppe, baggrund og de elastiske og uelastisk spredning toppe af den indfaldende stråle. Software, der gør det muligt for de-foldning af disse bidrag, og montering af emissionen toppe, har været en afgørende udvikling på dette område 25. Også udvikling og kommerciel distribution af tynd-film-standarder med kendt sammensætning, der anvendes til at kalibrere fluorescensintensitet i forhold til materiale mængde, har også været meget vigtigt.

Denne protokol giver en beskrivelse af fremstillingen af ​​klæbende celler ved kemisk fiksering og lufttørring. Et afgørende trin i denne proces er væksten af ​​celler på siliciumnitrid vinduer, som ofte ikke klæber godt, gør blid skylning i en bestemt måde nøglen til succes.

Protocol

1. Fremstilling af Instrumenter, substrater, Kultur Medier og fade Håndtering af siliciumnitrid (Si 3 N 4) vinduer. Åbne kapslen lidt ved at klemme den ene ende indeholder vinduet på en sådan måde, at ikke klemme vinduet selv, mens det roterer den anden ende af kapslen med den anden hånd. Tjek et par omvendt, at spids pincet under stereomikroskop sørge for der er ingen klæbende, huller eller bøjninger på spidsen. Ellers kan vinduerne være brudt af en pincet …

Representative Results

Evnen til røntgen fluorescens billeddannelse til at give oplysninger om biologiske prøver er betinget af disse prøver forberedes på en sådan måde, at de er robuste over for skader stråling på tidsplan for forsøget, og alligevel deres kemiske og strukturelle træk er godt bevares. I ser resultatet af en prøve, der er blevet fremstillet som beskrevet ovenfor og afbildet, er det muligt at se, at der er variation i de tilstedeværende grundstoffer – indikerer, at fiksering bevaret disse aspekter af cellen …

Discussion

X-ray fluorescens billeddannelse er nyttig i mange områder, herunder Geosciences, materialevidenskab og kemisk biologi 26-34. Fremskridt i synkrotron røntgenstråler, og deres fokus, har givet meget høj intensitet bjælker. Fokuseret røntgenstråler tilstrækkelig til at excitere de endogene metaller i celler nu eksisterer, producerer signal, der kan måles med i øjeblikket tilgængelig silicium afdrift detektor teknologi. Og studere den kemiske biologi af metaller i cellen er et program specielt, der g?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors acknowledge Stefan Vogt for his assistance in the fitting of the representative data shown in this paper, and helpful discussions. The authors also acknowledge Chris Jacobsen for his support to Q. J.

Use of the Advanced Photon Source, beamlines 2-ID-E and 8-BM-B, at Argonne National Laboratory was supported by the U. S. Department of Energy, Office of Science, Office of Basic Energy Sciences, under Contract No. DE-AC02-06CH11357.

Materials

silicon nitride windows Silson Ltd/J B J Business Park/Northampton Rd, Northampton NN7 3DW, United Kingdom No part numbers available. Order by size. Membrane size: 1.5 mm x 1.5 mm.  Thickness 500 nm.  Frame size: 5 mm x 5 mm.  Frame thickness: 200 µm Alternate source: SPI Supplies / Structure Probe, Inc.West Chester, PA
reverse tweezers Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 78520-5X EMS 5X, NC – Ultra Fine Tweezers
rubber grid mat Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 71170 Round Grid Mat
acetic acid Sigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Fax: 800-325-5052 338826 trace metals grade concentrated acetic acid
PIPES buffer Sigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Fax: 800-325-5052 P6757 solid PIPES buffer
formaldehyde stock solution Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 RT 17113 10 x 10mL ampules of 20% aqueous paraformaldehyde

References

  1. Thompson, A. C. . Center for X-ray Optics and Advanced Light Source. , 1-53 (2009).
  2. Helliwell, J. R. Synchrotron radiation facilities. Nat. Struct. Biol. 5, 614-617 (1988).
  3. Lai, B., et al. X-ray Phase Zone Plate Fabricated by Lithographic Techniques. Appl. Phys. Lett. 61 (16), 1877-1879 (1992).
  4. Dodani, S. C., et al. Calcium-dependent copper redistributions in neuronal cells revealed by a fluorescent copper sensor and X-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 108 (15), 5980-5985 (2011).
  5. Finney, L., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals large-scale relocalization and extracellular translocation of cellular copper during angiogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104 (7), 2247-2252 (2007).
  6. Kehr, S., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals the role of selenium in spermatogenesis. J. Mol. Biol. 389 (5), 808-818 (2009).
  7. McCormick, N., Velasquez, V., Finney, L., Vogt, S., Kelleher, S. L. X-ray fluorescence microscopy reveals accumulation and secretion of discrete intracellular zinc pools in the lactating mouse mammary gland. PloS One. 5 (6), (2010).
  8. Paunesku, T., Vogt, S., Maser, J., Lai, B., Woloschak, G. X-ray fluorescence microprobe imaging in biology and medicine. J. Cell. Biochem. 99 (6), 1489-1502 (2006).
  9. Twining, B. S., et al. Quantifying trace elements in individual aquatic protist cells with a synchrotron X-ray fluorescence microprobe. Anal. Chem. 75 (15), 3806-3816 (2003).
  10. Chen, S., et al. The Bionanoprobe: hard X-ray fluorescence nanoprobe with cryogenic capabilities. J Synchrotron Radiat. 21, 66-75 (2014).
  11. Medalia, O., et al. Macromolecular architecture in eukaryotic cells visualized by cryoelectron tomography. Science. 298 (5596), 1209-1213 (2002).
  12. Forster, F., Medalia, O., Zauberman, N., Baumeister, W., Fass, D. Retrovirus envelope protein complex structure in situ studied by cryo-electron tomography. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (13), 4729-4734 (2005).
  13. Muller, M., Moor, H. . Science of Biological Specimen. , 131-138 (1984).
  14. Moor, H., Riehle, U. . Proceedings of the 4th Eur. Reg. Conference Electron. , 33-34 (1968).
  15. Sitte, H. Advanced instrumentation and methodology related to cryoultramicrotomy: a review. Scanning Microsc Suppl. 10, 387-463 (1996).
  16. Studer, D., Graber, W., Al-Amoudi, A., Eggli, P. A new approach for cryofixation by high-pressure freezing. J. Microsc. 203, (Pt. 3, 285-294 (2001).
  17. Matsuyama, S., et al. Elemental mapping of frozen-hydrated cells with cryo-scanning x-ray fluorescence microscopy). X-Ray Spectrom. 39, 260-266 (2010).
  18. Schrag, M., et al. The effect of formalin fixation on the levels of brain transition metals in archived samples. Biometals. 23 (6), 1123-1127 (2010).
  19. James, S. A., et al. Quantitative comparison of preparation methodologies for X-ray fluorescence microscopy of brain tissue. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 401 (3), 853-864 (2011).
  20. Al-Amoudi, A., et al. Cryo-electron microscopy of vitreous sections. EMBO J. 23 (18), 3583-3588 (2004).
  21. Bouchet-Marquis, C., Hoenger, A. Cryo-electron tomography on vitrified sections: a critical analysis of benefits and limitations for structural cell biology. Micron. 42 (2), 152-162 (2011).
  22. Bouchet-Marquis, C., Dubochet, J., Fakan, S. Cryoelectron microscopy of vitrified sections: a new challenge for the analysis of functional nuclear architecture. Histochem. Cell Biol. 125 (1-2), 1-2 (2006).
  23. Mesman, R. J. A novel method for high-pressure freezing of adherent cells for frozen hydrated sectioning and CEMOVIS. J. Struct. Biol. 183 (3), 527-530 (2013).
  24. Hackett, M. J., et al. Chemical Alterations to murine brain tissue induced by formalin fixation: implications for biospectroscopic imaging and mapping studies of disease pathogenesis. Analyst. 136 (14), 2941-2952 (2011).
  25. Vogt, S. MAPS: A set of software tools for analysis and visualization of 3D x-ray fluorescence data sets. J Phys IV France. 104, 635-638 (2003).
  26. Vantelon, D., Lanzirotti, A., Scheinost, A. C., Kretzschmar, R. Spatial distribution and speciation of lead around corroding bullets in a shooting range soil studied by micro-X-ray fluorescence and absorption spectroscopy. Environ. Sci. Technol. 39 (13), 4808-4815 (2005).
  27. Robison, G., et al. X-ray fluorescence imaging of the hippocampal formation after manganese exposure. Metallomics : Integrated Biometal Science. 5 (11), 1554-1565 (2013).
  28. Hard Kemner, K. M. X-ray micro(spectro)scopy: a powerful tool for the geomicrobiologists. Geobiology. 6 (3), 270-277 (2008).
  29. Walsh, W. Scientific Testing of Beethoven’s Hair. 17, (2000).
  30. Casadio, F., Rose, V. High-resolution fluorescence mapping of impurities in historical zinc oxide pigments: hard X-ray nanoprobe applications to the paints of Pablo Picasso. Applied Physics A: Materials Science and Processing. 111 (1), 1-8 (2013).
  31. Leonardo, T., et al. Determination of elemental distribution in green micro-algae using synchrotron radiation nano X-ray fluorescence (SR-nXRF) and electron microscopy techniques–subcellular localization and quantitative imaging of silver and cobalt uptake by Coccomyxa actinabiotis. Metallomics : Integrated Biometal Science. 6 (2), 316-329 (2014).
  32. Wang, P., et al. Quantitative determination of metal and metalloid spatial distribution in hydrated and fresh roots of cowpea using synchrotron-based X-ray fluorescence microscopy. Sci. Total Environ. , 463-464 (2013).
  33. Ducic, T., et al. X-ray fluorescence analysis of iron and manganese distribution in primary dopaminergic neurons. J. Neurochem. 124 (2), 250-261 (2013).
  34. Kim, A. M., Vogt, S., O’Halloran, T. V., Woodruff, T. K. Zinc availability regulates exit from meiosis in maturing mammalian oocytes. Nature Chemical Biology. 6 (9), 674-681 (2010).
  35. Ortega, R., Cloetens, P., Deves, G., Carmona, A., Bohic, S. Iron storage within dopamine neurovesicles revealed by chemical nano-imaging. PloS One. 2 (9), (2007).
  36. Bohic, S., et al. Synchrotron hard X-ray microprobe: fluorescence imaging of single cells. Appl. Phys. Lett. 78 (22), 3544-3546 (2001).
  37. Kosior, E., et al. Combined use of hard X-ray phase contrast imaging and X-ray fluorescence microscopy for sub-cellular metal quantification. J. Struct. Biol. 177 (2), 239-247 (2012).
  38. Glesne, D., Vogt, S., Maser, J., Legnini, D., Huberman, E. Regulatory properties and cellular redistribution of zinc during macrophage differentiation of human leukemia cells. J. Struct. Biol. 155 (1), 2-11 (2006).
  39. McRae, R., Lai, B., Vogt, S., Fahrni, C. J. Correlative microXRF and optical immunofluorescence microscopy of adherent cells labeled with ultrasmall gold particles. J. Struct. Biol. 155 (1), 22-29 (2006).
  40. Yang, L., et al. Imaging of the intracellular topography of copper with a fluorescent sensor and by synchrotron x-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (32), 11179-11184 (2005).
  41. Wagner, D., et al. Elemental analysis of Mycobacterium avium-, Mycobacterium tuberculosis-, and Mycobacterium smegmatis-containing phagosomes indicates pathogen-induced microenvironments within the host cell’s endosomal system. J. Immunol. 174 (3), 1491-1500 (2005).
  42. Harris, H. H., et al. Time-dependent uptake, distribution and biotransformation of chromium(VI) in individual and bulk human lung cells: application of synchrotron radiation techniques. Journal Of Biological Inorganic Chemistry : JBIC : a publication of the Society of Biological Inorganic Chemistry. 10 (2), 105-118 (2005).
  43. Corezzi, S., et al. Synchrotron-based X-ray fluorescence imaging of human cells labeled with CdSe quantum dots. Anal. Biochem. 388 (1), 33-39 (2009).
  44. Marmorato, P., et al. Cellular distribution and degradation of cobalt ferrite nanoparticles in Balb/3T3 mouse fibroblasts. Toxicol. Lett. 207 (2), 128-136 (2011).
  45. Weekley, C. M., et al. distribution, and speciation of selenoamino acids by human cancer cells: X-ray absorption and fluorescence methods. Biochimie. 50 (10), 1641-1650 (2011).
  46. Yuan, Y., et al. Epidermal growth factor receptor targeted nuclear delivery and high-resolution whole cell X-ray imaging of Fe3O4@TiO2 nanoparticles in cancer cells. ACS Nano. 7 (12), 10502-10517 (2013).
  47. McRae, R., Bagchi, P., Sumalekshmy, S., Fahrni, C. J. In situ imaging of metals in cells and tissues. Chem. Rev. 109 (10), 4780-4827 (2009).
  48. Carter, E. A., et al. Silicon nitride as a versatile growth substrate for microspectroscopic imaging and mapping of individual cells. Molecular Biosystems. 6 (7), 1316-1322 (2010).
check_url/fr/52370?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Finney, L. A., Jin, Q. Preparing Adherent Cells for X-ray Fluorescence Imaging by Chemical Fixation. J. Vis. Exp. (97), e52370, doi:10.3791/52370 (2015).

View Video