Summary

Förbereda Vidhäftande Cells för röntgen fluorescens avbildning av Chemical Fixering

Published: March 12, 2015
doi:

Summary

Here, we present a protocol on how to determine the quantity and distribution of metals in a sample using synchrotron X-ray fluorescence. We focus on adherent cells, and describe the chemical fixation method to prepare this sample. We then describe how to mount and image the sample using synchrotron X-rays.

Abstract

X-ray fluorescence imaging allows us to non-destructively measure the spatial distribution and concentration of multiple elements simultaneously over large or small sample areas. It has been applied in many areas of science, including materials science, geoscience, studying works of cultural heritage, and in chemical biology. In the case of chemical biology, for example, visualizing the metal distributions within cells allows us to study both naturally-occurring metal ions in the cells, as well as exogenously-introduced metals such as drugs and nanoparticles. Due to the fully hydrated nature of nearly all biological samples, cryo-fixation followed by imaging under cryogenic temperature represents the ideal imaging modality currently available. However, under the circumstances that such a combination is not easily accessible or practical, aldehyde based chemical fixation remains useful and sometimes inevitable. This article describes in as much detail as possible in the preparation of adherent mammalian cells by chemical fixation for X-ray fluorescent imaging.

Introduction

Röntgenfluorescens avbildning möjliggör både identiteten och mängden av element som förekommer i ett prov som skall spatialt upplöst. Incident röntgenstrålar, av en energi vald att vara större än den elektronbindningsenergin för den tyngsta elementet av intresse, övervinna bindningsenergin av inre-skal elektroner till kärnan 1. Detta skapar ett "hål" i elektronskal. Som högre energi elektroner faller ned in i dessa hål, är fluorescensröntgenstrålar som avges vars våglängd är beroende av energi separationen av dessa orbitaler. Eftersom energiavståndet hos orbitaler är karakteristisk för ett givet element, har fluorescensemission röntgen även karaktäristiska våglängder, beroende på elementet. Det är denna emission vid en karakteristisk våglängd som möjliggör identifiering av de ämnen som förekommer. Kalibrering av fluorescensintensiteten medger kvantifiering av de närvarande elementen.

Röntgenfluorescens microscopy (XFM) har blivit allt utnyttjad, delvis på grund av utvecklingen av mycket lysande röntgen synkrotronexperiment källor, såsom de på Spring-8 i Japan, Europeiska Radiation Synchrotron Facility (ESRF) i Frankrike, och Advanced Photon Source ( APS) i USA 2. Dessa källor ger mycket hög intensitet röntgenstrålar. Samtidigt, förbättringar i röntgenoptik, såsom zonskiva teknik, tillät fokuseringen av dessa balkar till submikrona fläckar, om än ganska ineffektivt 3. Med mycket högintensiva balkar, även en relativt liten mängd ljus som kan fokuseras är tillräcklig för att excitera de endogena metaller i celler, som producerar signal som kan mätas med den tillgängliga detektorteknologi. Således studera kemisk biologi av metaller i cellen är ett program särskilt som använder många av den senaste utvecklingen i denna teknik 4-10.

Det finns många viktiga faktorer som måste beaktas när appenliggande XFM att undersöka den elementära distribution och kvantifiering av odlade däggdjursceller eller andra biologiska prover. För det första måste det prov som skall hållas intakt, både strukturellt och med avseende på dess elementarsammansättning, för för mätningen skall vara meningsfull. För det andra måste provet också bevaras på något sätt så att den är härdig för strålningen skador som kan orsakas av en fokuserad röntgenstråle. Ett sätt att ett prov kan möta båda dessa kriterier på en gång är att snabbt fryses in i en glaskroppen, amorf is 11,12. Snabb frysning uppnås ofta genom olika frysförvaring tekniker såsom dopp frysning eller högtrycks frysning 13-16. Det är allmänt accepterat att frysförvaring bevarar övergripande cellulär arkitektur och kemiska sammansättningar i biologiska prover så nära naturliga tillstånd som möjligt. Kemisk fixering, å andra sidan, på grund av den långsamma och selektiv penetrering av fixeringsmedel in i celler och vävnader som well som efterföljande förändringar i membranpermeabiliteten, kan tillåta olika cellulära joner speciellt diffunderbara joner såsom Cl, Ca och K ska lakas, försvunna eller flyttas, vilket gör utredning av dessa element suboptimala 17-19. Trots den klara fördelen med Cryo-fixering över kemisk fixering i allmänhet, för vidhäftande däggdjursceller i synnerhet, har frysförvaring olika begränsningar 20-23. Den mest uppenbara är att inte varje forskningslabb har enkel tillgång till frysförvaring instrument. De flesta av dagens högtrycks frysar eller ens kasta frysar är kostsamma och ägs endast av en delmängd av cryo anläggningar, vilket kan vara långt från där cellerna inkuberas. Fördelen med frysförvaring kan handlas för nackdelen med resor stressen placeras på cellerna. Medan frysförvaring är säkerligen den mest rigorösa sättet att bevara prover för röntgenfluorescensanalys, är det verkligen inte den mest tillgängliga för alla forskare under alla omständigheter;inte heller är det alltid viktigt – om metallerna av intresse är hårt bundna till fastställbara makromolekyler, och den upplösning som provet kommer att avbildas är större än skadan på ultramikrostruktur som kan uppstå under torkning. Mindful av förbehåll 24, kan kemisk fixering och torkning vara ett lämpligt val.

Andra faktorer i en framgångsrik röntgenfluorescens avbildningsexperiment inkluderar ordentlig analys. Röntgenfluorescens avbildning är i grunden röntgenfluorescensemissionsspektroskopi kombinerat med raster-scanning för att tillhandahålla rumslig upplösning. Röntgen fluorescens emissionsspektra insamlade innehålla en kombination av överlappande emissionstoppar, bakgrund och de elastiska och oelastiska spridnings toppar av den infallande strålen. Programvara som möjliggör de-faltning av dessa bidrag, liksom installation av utsläppstoppar, har varit en viktig utveckling för området 25. Också, utveckling och kommersiell distrade distributionen av tunnfilmsstandarder av känd sammansättning, som används för att kalibrera fluorescensintensiteten i förhållande till materialmängden, har också varit mycket viktigt.

Protokollet ger en beskrivning av beredningen av vidhäftande celler genom kemisk fixering och lufttorkning. Ett viktigt steg i denna process är tillväxten av cellerna på kiselnitrid fönstren, som ofta inte följer också, vilket gör skonsam sköljning på ett speciellt sätt nyckeln till framgång.

Protocol

1. Beredning av Instrument, Substrat, Kultur Media och Rätter Hantering av kiselnitrid (Si 3 N 4) fönster. Öppna kapseln något genom att klämma en ände innehållande fönstret på ett sådant sätt att inte pressa själva fönstret, under rotation den andra änden av kapseln med den andra handen. Kontrollera ett par back, till spetsig pincett enligt stereomikroskop se till att det inte finns några lim, luckor eller utbuktningar på spetsen. Annars kan fönstren …

Representative Results

Förmågan hos röntgenfluorescensavbildning att ge information om biologiska prover är knuten dessa prover förbereds på ett sådant sätt att de är robusta för strålskador på tidsskalan för experimentet, och ändå deras kemiska och strukturella egenskaper är väl bevaras. I visa resultatet av ett prov som har tagits fram enligt ovan och avbildas, är det möjligt att se att det finns variationer i elementen närvarande – vilket tyder på att fixering bevarat dessa aspekter av cellen (Figur 1).</strong…

Discussion

Röntgen fluorescens avbildning är användbar inom många områden, bland annat geovetenskap, materialvetenskap och kemisk biologi 26-34. Framsteg inom synkrotron röntgen, och deras fokus, har producerat mycket högintensiva strålar. Fokuserad röntgen balkar tillräcklig för att excitera de endogena metaller i cellerna nu finns, producerar signal som kan mätas med tillgängliga kisel drift detektorteknologi. Och studera kemiska biologin av metaller i cellen är ett program särskilt som använder många…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors acknowledge Stefan Vogt for his assistance in the fitting of the representative data shown in this paper, and helpful discussions. The authors also acknowledge Chris Jacobsen for his support to Q. J.

Use of the Advanced Photon Source, beamlines 2-ID-E and 8-BM-B, at Argonne National Laboratory was supported by the U. S. Department of Energy, Office of Science, Office of Basic Energy Sciences, under Contract No. DE-AC02-06CH11357.

Materials

silicon nitride windows Silson Ltd/J B J Business Park/Northampton Rd, Northampton NN7 3DW, United Kingdom No part numbers available. Order by size. Membrane size: 1.5 mm x 1.5 mm.  Thickness 500 nm.  Frame size: 5 mm x 5 mm.  Frame thickness: 200 µm Alternate source: SPI Supplies / Structure Probe, Inc.West Chester, PA
reverse tweezers Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 78520-5X EMS 5X, NC – Ultra Fine Tweezers
rubber grid mat Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 71170 Round Grid Mat
acetic acid Sigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Fax: 800-325-5052 338826 trace metals grade concentrated acetic acid
PIPES buffer Sigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Fax: 800-325-5052 P6757 solid PIPES buffer
formaldehyde stock solution Electron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Toll Free: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450 RT 17113 10 x 10mL ampules of 20% aqueous paraformaldehyde

References

  1. Thompson, A. C. . Center for X-ray Optics and Advanced Light Source. , 1-53 (2009).
  2. Helliwell, J. R. Synchrotron radiation facilities. Nat. Struct. Biol. 5, 614-617 (1988).
  3. Lai, B., et al. X-ray Phase Zone Plate Fabricated by Lithographic Techniques. Appl. Phys. Lett. 61 (16), 1877-1879 (1992).
  4. Dodani, S. C., et al. Calcium-dependent copper redistributions in neuronal cells revealed by a fluorescent copper sensor and X-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 108 (15), 5980-5985 (2011).
  5. Finney, L., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals large-scale relocalization and extracellular translocation of cellular copper during angiogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104 (7), 2247-2252 (2007).
  6. Kehr, S., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals the role of selenium in spermatogenesis. J. Mol. Biol. 389 (5), 808-818 (2009).
  7. McCormick, N., Velasquez, V., Finney, L., Vogt, S., Kelleher, S. L. X-ray fluorescence microscopy reveals accumulation and secretion of discrete intracellular zinc pools in the lactating mouse mammary gland. PloS One. 5 (6), (2010).
  8. Paunesku, T., Vogt, S., Maser, J., Lai, B., Woloschak, G. X-ray fluorescence microprobe imaging in biology and medicine. J. Cell. Biochem. 99 (6), 1489-1502 (2006).
  9. Twining, B. S., et al. Quantifying trace elements in individual aquatic protist cells with a synchrotron X-ray fluorescence microprobe. Anal. Chem. 75 (15), 3806-3816 (2003).
  10. Chen, S., et al. The Bionanoprobe: hard X-ray fluorescence nanoprobe with cryogenic capabilities. J Synchrotron Radiat. 21, 66-75 (2014).
  11. Medalia, O., et al. Macromolecular architecture in eukaryotic cells visualized by cryoelectron tomography. Science. 298 (5596), 1209-1213 (2002).
  12. Forster, F., Medalia, O., Zauberman, N., Baumeister, W., Fass, D. Retrovirus envelope protein complex structure in situ studied by cryo-electron tomography. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (13), 4729-4734 (2005).
  13. Muller, M., Moor, H. . Science of Biological Specimen. , 131-138 (1984).
  14. Moor, H., Riehle, U. . Proceedings of the 4th Eur. Reg. Conference Electron. , 33-34 (1968).
  15. Sitte, H. Advanced instrumentation and methodology related to cryoultramicrotomy: a review. Scanning Microsc Suppl. 10, 387-463 (1996).
  16. Studer, D., Graber, W., Al-Amoudi, A., Eggli, P. A new approach for cryofixation by high-pressure freezing. J. Microsc. 203, (Pt. 3, 285-294 (2001).
  17. Matsuyama, S., et al. Elemental mapping of frozen-hydrated cells with cryo-scanning x-ray fluorescence microscopy). X-Ray Spectrom. 39, 260-266 (2010).
  18. Schrag, M., et al. The effect of formalin fixation on the levels of brain transition metals in archived samples. Biometals. 23 (6), 1123-1127 (2010).
  19. James, S. A., et al. Quantitative comparison of preparation methodologies for X-ray fluorescence microscopy of brain tissue. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 401 (3), 853-864 (2011).
  20. Al-Amoudi, A., et al. Cryo-electron microscopy of vitreous sections. EMBO J. 23 (18), 3583-3588 (2004).
  21. Bouchet-Marquis, C., Hoenger, A. Cryo-electron tomography on vitrified sections: a critical analysis of benefits and limitations for structural cell biology. Micron. 42 (2), 152-162 (2011).
  22. Bouchet-Marquis, C., Dubochet, J., Fakan, S. Cryoelectron microscopy of vitrified sections: a new challenge for the analysis of functional nuclear architecture. Histochem. Cell Biol. 125 (1-2), 1-2 (2006).
  23. Mesman, R. J. A novel method for high-pressure freezing of adherent cells for frozen hydrated sectioning and CEMOVIS. J. Struct. Biol. 183 (3), 527-530 (2013).
  24. Hackett, M. J., et al. Chemical Alterations to murine brain tissue induced by formalin fixation: implications for biospectroscopic imaging and mapping studies of disease pathogenesis. Analyst. 136 (14), 2941-2952 (2011).
  25. Vogt, S. MAPS: A set of software tools for analysis and visualization of 3D x-ray fluorescence data sets. J Phys IV France. 104, 635-638 (2003).
  26. Vantelon, D., Lanzirotti, A., Scheinost, A. C., Kretzschmar, R. Spatial distribution and speciation of lead around corroding bullets in a shooting range soil studied by micro-X-ray fluorescence and absorption spectroscopy. Environ. Sci. Technol. 39 (13), 4808-4815 (2005).
  27. Robison, G., et al. X-ray fluorescence imaging of the hippocampal formation after manganese exposure. Metallomics : Integrated Biometal Science. 5 (11), 1554-1565 (2013).
  28. Hard Kemner, K. M. X-ray micro(spectro)scopy: a powerful tool for the geomicrobiologists. Geobiology. 6 (3), 270-277 (2008).
  29. Walsh, W. Scientific Testing of Beethoven’s Hair. 17, (2000).
  30. Casadio, F., Rose, V. High-resolution fluorescence mapping of impurities in historical zinc oxide pigments: hard X-ray nanoprobe applications to the paints of Pablo Picasso. Applied Physics A: Materials Science and Processing. 111 (1), 1-8 (2013).
  31. Leonardo, T., et al. Determination of elemental distribution in green micro-algae using synchrotron radiation nano X-ray fluorescence (SR-nXRF) and electron microscopy techniques–subcellular localization and quantitative imaging of silver and cobalt uptake by Coccomyxa actinabiotis. Metallomics : Integrated Biometal Science. 6 (2), 316-329 (2014).
  32. Wang, P., et al. Quantitative determination of metal and metalloid spatial distribution in hydrated and fresh roots of cowpea using synchrotron-based X-ray fluorescence microscopy. Sci. Total Environ. , 463-464 (2013).
  33. Ducic, T., et al. X-ray fluorescence analysis of iron and manganese distribution in primary dopaminergic neurons. J. Neurochem. 124 (2), 250-261 (2013).
  34. Kim, A. M., Vogt, S., O’Halloran, T. V., Woodruff, T. K. Zinc availability regulates exit from meiosis in maturing mammalian oocytes. Nature Chemical Biology. 6 (9), 674-681 (2010).
  35. Ortega, R., Cloetens, P., Deves, G., Carmona, A., Bohic, S. Iron storage within dopamine neurovesicles revealed by chemical nano-imaging. PloS One. 2 (9), (2007).
  36. Bohic, S., et al. Synchrotron hard X-ray microprobe: fluorescence imaging of single cells. Appl. Phys. Lett. 78 (22), 3544-3546 (2001).
  37. Kosior, E., et al. Combined use of hard X-ray phase contrast imaging and X-ray fluorescence microscopy for sub-cellular metal quantification. J. Struct. Biol. 177 (2), 239-247 (2012).
  38. Glesne, D., Vogt, S., Maser, J., Legnini, D., Huberman, E. Regulatory properties and cellular redistribution of zinc during macrophage differentiation of human leukemia cells. J. Struct. Biol. 155 (1), 2-11 (2006).
  39. McRae, R., Lai, B., Vogt, S., Fahrni, C. J. Correlative microXRF and optical immunofluorescence microscopy of adherent cells labeled with ultrasmall gold particles. J. Struct. Biol. 155 (1), 22-29 (2006).
  40. Yang, L., et al. Imaging of the intracellular topography of copper with a fluorescent sensor and by synchrotron x-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (32), 11179-11184 (2005).
  41. Wagner, D., et al. Elemental analysis of Mycobacterium avium-, Mycobacterium tuberculosis-, and Mycobacterium smegmatis-containing phagosomes indicates pathogen-induced microenvironments within the host cell’s endosomal system. J. Immunol. 174 (3), 1491-1500 (2005).
  42. Harris, H. H., et al. Time-dependent uptake, distribution and biotransformation of chromium(VI) in individual and bulk human lung cells: application of synchrotron radiation techniques. Journal Of Biological Inorganic Chemistry : JBIC : a publication of the Society of Biological Inorganic Chemistry. 10 (2), 105-118 (2005).
  43. Corezzi, S., et al. Synchrotron-based X-ray fluorescence imaging of human cells labeled with CdSe quantum dots. Anal. Biochem. 388 (1), 33-39 (2009).
  44. Marmorato, P., et al. Cellular distribution and degradation of cobalt ferrite nanoparticles in Balb/3T3 mouse fibroblasts. Toxicol. Lett. 207 (2), 128-136 (2011).
  45. Weekley, C. M., et al. distribution, and speciation of selenoamino acids by human cancer cells: X-ray absorption and fluorescence methods. Biochimie. 50 (10), 1641-1650 (2011).
  46. Yuan, Y., et al. Epidermal growth factor receptor targeted nuclear delivery and high-resolution whole cell X-ray imaging of Fe3O4@TiO2 nanoparticles in cancer cells. ACS Nano. 7 (12), 10502-10517 (2013).
  47. McRae, R., Bagchi, P., Sumalekshmy, S., Fahrni, C. J. In situ imaging of metals in cells and tissues. Chem. Rev. 109 (10), 4780-4827 (2009).
  48. Carter, E. A., et al. Silicon nitride as a versatile growth substrate for microspectroscopic imaging and mapping of individual cells. Molecular Biosystems. 6 (7), 1316-1322 (2010).
check_url/fr/52370?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Finney, L. A., Jin, Q. Preparing Adherent Cells for X-ray Fluorescence Imaging by Chemical Fixation. J. Vis. Exp. (97), e52370, doi:10.3791/52370 (2015).

View Video