Микрожидкостных чип для МСПМС ввода пробы
Summary
Мы представляем дискретный образец капель внедрению системы для индуктивно-связанной плазмы массы спектрометрии (МСПМС). Он основан на дешевой одноразовой и микрожидкостных чипа, который генерирует высокую монодисперсных капель в диапазоне размеров 40-60 мкм на частотах от 90 до 7000 Гц.
Abstract
Этот протокол рассматривается изготовление и использование одноразового низкой стоимости микрожидкостных чипе, системы ввода пробы для индуктивно-связанной плазмы массы спектрометрии (МСПМС). Чип производит монодисперсных водные капельки образца в перфторгексана (PFH). Размер и частота водных капелек можно варьировать в диапазоне от 40 до 60 мкм и от 90 до 7000 Гц, соответственно. Капли выбрасываются из чипа со вторым потоком PFH и остаются нетронутыми в ходе выброса. Изготовленный на заказ система десольватация удаляет PFH и транспортирует капли в МСПМС. Здесь очень стабильные сигналы с узким распределением интенсивности может быть измерено, показывающий монодисперсность капель. Показано, что введение системы могут быть использованы для количественного определения железа в отдельных рогатого эритроцитов. В будущем, возможности интродукции устройства легко может быть расширена за счет интеграции дополнительных микрофлюидных модулей.
Introduction
Элементный анализ жидких образцов индуктивно связанной плазмы массы спектрометрии (МСПМС) обычно проводится с использованием небулайзеров в сочетании с распылением камер как система Введение 1. В этом примере системы введения образца распыляется с помощью небулайзера, чтобы генерировать полидисперсных аэрозолей. Вниз по течению камера спрей используется для фильтрации больших капель. Этот метод связан с высоким потреблением образца (> 0,3 мл мин -1) 2 и неполной выборки транспорта. Таким образом, становится нецелесообразным для приложений, где объемы проб только микролитровые доступны, как в биологических, судебно-медицинских, токсикологических и клинических исследований 3. Чтобы уменьшить расход пробы, распылители с меньшими размерами сопла были разработаны три. Тем не менее, уменьшен размер сопла увеличивает риск засорения, когда образцы непереваренной биологических жидкостей или концентрированными солевыми растворами должны быть проанализированы 3.
<p class="Jove_content"> другой подход для ввода образца была предложена Олесик и др. 4. Авторы вводят в жидкость в МСПМС в виде монодисперсных дискретных микрокапель, которые производились с помощью пьезо-электрическим приводом микронасоса. Даже если это очень система не найти широкое применение, оно инициировало дальнейшее развитие концепции дискретного введения капель в МСПМС. Сегодня пьезоэлектрическим приводом дозирующие системы, которые могут генерировать капельки размером от 30, 50, 70 и 100 мкм, и на частотах 100-2,000 Гц, могут быть приобретены. Капли можно транспортировать в МСПМС с близко к 100% -ной эффективности 5. Эти дозаторы микрокапель были применены для количественного измерения одиночных наночастиц 5,6, а также характеризующие отдельные биологические клетки 7. Подобная система на основе технологии струйной термопечати 8 был протестирован для анализа биологических образцов 9. Хотя АваиКонтрактное одиночные системы капель введение очень эффективны, могут быть использованы для небольших объемов образцов и перспективны для анализа наночастиц и клеток, они имеют несколько недостатков. Для фиксированного размера сопла, размер капель может быть изменена лишь незначительно (если пользовательские настройки не используются 10). Изменение физических свойств жидкости (рН, содержание соли) можно изменять капель характеристики (размер, скорость инъекции). Кроме того, эти устройства довольно дороги, склонны к засорению и их трудно очистить.Другой способ, чтобы генерировать капельки известно в области капель микрофлюидики 11. В последние годы капель микрофлюидики получила интерес для (био) химических реакций 12-15 и для отдельных исследований клеточных 16,17. Кроме того, этот метод был применен для введения пробы в ионизация электрораспылением масс-спектрометрии 18,19 и для подготовки образцов в матричной лазерной десорбцией / ionizatioн масс-спектрометрии 20,21.
Недавно мы ввели систему, основанную микрофлюидальный для ввода пробы в МСПМС 22. Ключевым компонентом нашей системе введение жидкости помощь выброса капли (ЛАДЕ) чип. Этот чип полностью состоит из поли (диметилсилоксанового) (PDMS). В первом перекрестке течения в канале фокусировки используется для создания монодисперсных капель водного раствора образца (рисунок 1). Для этого крайне нестабильной (точка кипения 58-60 ° C 23) и не смешивается фазы несущей перфторгексана (PFH) используется (рис 1). Эти свойства позволяют PFH стабильной генерации капель и быстрое удаление фазы несущей. Изменение свойств образца жидкости влияния этот способ генерации меньше, по сравнению с другими генераторами капель. Размер капель можно регулировать в широком диапазоне за счет изменения скорости потока водной фазы и PFH. В нижнем secondarу перехода, более PFH добавляют, чтобы увеличить скорость потока, по меньшей мере, 1 м сек -1. На этой скорости жидкости могут быть извлечены из чипа в стабильной и прямой струи (рис 1) без разрушения капли (рис 1 вставка). Эта конструкция двойного перехода позволяет контролировать реактивный стабильность независимо от капель поколения. Капли транспортируются к МСПМС с настраиваемой системы транспорта. Эта система включает в себя падающий трубки и мембранного desolvator, чтобы удалить PFH. Высушенные остатки водных капелек впоследствии ионизируются в плазме МСПМС и детектором масс мер ионов. Передняя часть чипа в форме бочки, чтобы обеспечить плотное соединение с капелькой транспортной системы. Выброс в водном образце в виде капель в PFH выгодно, потому что контакт с соплом избежать. Это значительно снижает риск засорения сопел, которые могут быть проблемы при работе с клеточной суспензии или СОncentrated солевые растворы. В lāde чипсы, изготовленные PDMS мягкой литографии, дешевы (2 материальные затраты около $ за чип), одноразовые и легко изменить. В сочетании с изготовлением, который требует лишь небольшого количества ручного труда каждый эксперимент может быть выполнена с новым чипом. Таким образом, трудоемкой очистки не требуется, и перекрестное загрязнение сводится к минимуму.
Здесь изготовления чипа lāde мягкой литографии и его применение для МСПМС описаны. Примеры измерений с помощью водного раствора и суспензии клеток представлены.
Protocol
Representative Results
Discussion
Хотя изготовление чипов очень надежным Есть некоторые критические точки в процессе изготовления, которые требуют особого внимания. Во-первых, чистота во время сборки очень важно, чтобы предотвратить загрязнение чипа от пыли. Пыль может блокировать каналы и предотвратить стабильной г?…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant nμLIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph Bärtschi and Roland Mäder for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.
Materials
| Name of Reagent/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Silicon wafer 100 mm | Si-Mat (Kaufering, Germany) | n. a. | |
| SU-8 2002 | Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.) | n.a. | |
| SU-8 2050 | Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.) | n.a. | |
| Acetone | Merk VWR (Darmstadt, Germany) | 100014 | |
| MR-developer 600 | Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany) | n. a. | |
| Isopropanol | Merk VWR (Darmstadt, Germany) | 109634 | |
| 1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilane | ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany) | AB111155 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS) | Dow Corning (Michigan, U.S.A.) | 39100000 | |
| Perfluorohexane 99% | Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.) | 281042 | |
| FC-40 | ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany) | AB103511 | |
| Phosphate-buffered saline | Life Technologies (Paisley, U.K.) | 10010-015 | |
| Red blood cells in phosphate-buffered saline | Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.) | R400-0100 | |
| Single-element standard solutions Na, Fe | Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.) | n. a. | |
| Multielement standard solution | Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.) | IV | |
| Nitric acid | Sub-boiled | n. a. | |
| Ultrahigh-purity water | Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.) | n. a. | |
| Name of Equipment | |||
| Hot plate HP 160 III BM | Sawatec (Sax, Switzerland) | n. a. | used for wafer preparation |
| Spin modules SM 180 BM | Sawatec (Sax, Switzerland) | n. a. | used for wafer preparation |
| MA-6 mask aligner | Süss MicroTec (Garching, Germany) | n. a. | |
| High resolution film photomask | Microlitho (Essex, U.K.) | n. a. | |
| Step profiler Dektak XT advanced | Bruker (Massachusetts, U.S.A.) | n. a. | |
| Hot plate MR 3002 | Heidolph (Schwabach, Germany) | n. a. | used for replica molding |
| 1.5 mm biopsy puncher | Miltex (Pennsylvania, U.S.A.) | 33-31AA/33-31A | |
| Spin coater WS-400 BZ-6NPP/LITE | Laurell (Pennsylvania, U.S.A.) | n. a. | used for adhesive bonding |
| Syringe pump neMESYS | Cetoni (Korbussen, Germany) | n. a. | |
| 1 mL syringe | Codan (Lensahn, Germany) | 62.1002 | |
| 5 mL syringe | B. Braun (Melsungen, Germany) | 4606051V | |
| PTFE tubing | PKM SA (Lyss, Switzerland) | PTFE-AWG-TFT20.N | |
| Quadrupole-based ICPMS ELAN6000 | PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.) | n. a. | |
| Membrane desolvator CETAC6000AT+ | CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.) | n. a. | only the desolvator unit is used |
| High speed camera Miro M110 | Vision Research (New Jersey, U.S.A.) | n. a. | |
| Data analysis program Origin pro | OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.) | version 8.6 | |
| Microscope | Olympus (Tokyo, Japan) | IX71 |
References
- Todoli, J. -. L., Mermet, J. -. M. . Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide. , 10-1016 (2008).
- Sutton, K. L., B’Hymer, C., Caruso, J. A. Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis – A comparison of detection modes and interface designs. J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).
- Todoli, J. -. L., Mermet, J. -. M. Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS. Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).
- Olesik, J. W., Hobbs, S. E. Monodisperse dried microparticulate injector – A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma. Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).
- Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., Günther, D. Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry. Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).
- Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration. J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).
- Shigeta, K., et al. Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).
- Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry. J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).
- Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator. J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).
- Shigeta, K., et al. Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer – optimization and analytical characterization. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).
- Teh, S. -. Y., Lin, R., Hung, L. -. H., Lee, A. P. Droplet microfluidics. Lab on a Chip. 8 (2), 198-220 (2008).
- Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization. Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).
- Theberge, A. B., et al. Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets. Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).
- Li, L., et al. Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).
- Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation. Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).
- Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics. Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).
- Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).
- Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry. Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).
- Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).
- Küster, S. K., et al. Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets. Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).
- Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis. Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).
- Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS. Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).
- Ammerman, C. N., You, S. M. Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water. J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).
- Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst. J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).
- Basu, A. S. Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters. Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).
- Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction. Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).
- Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).
- Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. Decompressing emulsion droplets favors coalescence. Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).
- Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits. Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).
- Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).
- Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. Reactions in droplets in microflulidic channels. Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).
- Lombardi, D., Dittrich, P. S. Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).
- Edgar, J. S., et al. Compartmentalization of chemically separated components into droplets. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).
- Edgar, J. S., et al. Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis. Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).
- Baret, J. C., et al. Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity. Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).
- Agresti, J. J., et al. Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).
