Summary

Synkronisering av<em> Caulobacter Crescentus</em> För utredning av bakteriecellcykeln

Published: April 08, 2015
doi:

Summary

Synchronization of bacterial cells is essential for studies of the bacterial cell cycle and development. Caulobacter crescentus is synchronizable through density centrifugation allowing a rapid and powerful tool for studies of the bacterial cell cycle. Here we provide a detailed protocol for the synchronization of Caulobacter cells.

Abstract

The cell cycle is important for growth, genome replication, and development in all cells. In bacteria, studies of the cell cycle have focused largely on unsynchronized cells making it difficult to order the temporal events required for cell cycle progression, genome replication, and division. Caulobacter crescentus provides an excellent model system for the bacterial cell cycle whereby cells can be rapidly synchronized in a G0 state by density centrifugation. Cell cycle synchronization experiments have been used to establish the molecular events governing chromosome replication and segregation, to map a genetic regulatory network controlling cell cycle progression, and to identify the establishment of polar signaling complexes required for asymmetric cell division. Here we provide a detailed protocol for the rapid synchronization of Caulobacter NA1000 cells. Synchronization can be performed in a large-scale format for gene expression profiling and western blot assays, as well as a small-scale format for microscopy or FACS assays. The rapid synchronizability and high cell yields of Caulobacter make this organism a powerful model system for studies of the bacterial cell cycle.

Introduction

Den bakteriecellcykeln styr både replikation av genomet och uppdelningen av dotterceller. Viktigt eftersom antibiotikaresistens är ett växande hot mot folkhälsan, presenbakteriecellcykeln en outnyttjad mål för antibiotikautveckling.

I bakterien Caulobacter crescentus, leder varje cellcykel till en asymmetrisk delning, vilket gav två dotterceller av olika öden (Figur 1A) 1,2. Ett dottercell ärver en flagellum och är rörliga, medan den andra dottern ärver en stjälk och är oskaftade. En integrerad genetiska kretsen styr cellcykelprogression och cell öde genom transkriptionsreglering, fosfor-signalering, och reglerad proteolys 3. Dessutom kromosomreplikation och samtidiga segregering avkastningsdotterceller som innehåller exakt en kopia av kromosom 4. Viktigt kan dessa två celltyper snabbt separeras genom ColloIdal kiseldioxid partikeltätheten centrifugering i synchronizable NA1000 stam 5-7 tillåter isolering av swarmer cellerna från resten av befolkningen med hög avkastning (Figur 1B). Isolerad swarmer celler sedan fortsätta synkront genom asymmetrisk celldelning. Här, vi detalj protokollet som används för att synkronisera Caulobacter stam NA1000. Vi tillhandahåller protokoll och gemensamma felsökningstips för både grov- och småskaliga synkroniseringar. Denna experimentella procedur ger ett kraftfullt verktyg för att förhöra den Spatiotemporal kontroll av Caulobacter cellcykeln och cell öde.

Protocol

1. Storskalig Synchrony – Optimal för Western Blot, Microarray / RNA-Seq, och annat material Intensiv Analyser Från en frys lager eller en platta, växa en 5 ml O / N-kulturen av stam NA1000 genom skakning vid 28 ° C i PYE-medium. Ympa 0,5 ml av cellerna från steg 1 i 25 ml M2G (tabellerna 1-2) och skaka vid 28 ° C tills kulturen når en OD 600 mellan 0,5 och 0,6. Inokulera cellerna i ett L av M2G och skaka vid 28 ° C. När OD 600 når från 0,5 till 0…

Representative Results

Synkronisering ger typiskt två band av celler (Figur 1B): den swarmer bandet, som har en högre densitet och en skaftade / predivisional cell band med lägre densitet. För att säkerställa en effektiv synkronisering gemensamma kontroller inkluderar övervakning av OD 600 och mäta nivåerna av Ctra protein genom western blot vid distinkta cellcykel tidpunkter. OD 600 bör öka med ungefär 2 gånger under loppet av cellcykeln (Figur 2). Western blöt för cellcy…

Discussion

The bacterial cell cycle is a fundamental process in life and is important for the study of growth and as a target for next generation antibiotics. Here, we detailed the rapid synchronization procedures for C. crescentus NA1000, a model organism for the study of the bacterial cell cycle and asymmetric cell division. This method is amendable to western blot, gene expression profiling, and fluorescence microscopy assays to investigate the spatiotemporal regulation of the bacterial cell cycle.

<p class='jove_…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors thank members of the Shapiro lab and Erin Schrader for comments on the manuscript. The authors acknowledge financial support from: NIH postdoctoral fellowship F32 GM100732 to JMS and NIH grants R01 GM51426 and R01 GM32506 to LS.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
PVP Coated Colloidal Silica (Percoll) Sigma-Aldrich P4937
Colloidal Silica (Ludox AS-40) Sigma-Aldrich 420840
JA10 Rotor Beckman-Coulter 369687
JA20 Rotor Beckman-Coulter 334831
Ferrous Sulfate Chelate Solution Sigma-Aldrich F0518
30 mL Centrifuge Tubes Corning 8445
Na2HPO4 EMD SX0720-1
KH2PO4 VWR BDH9268-500G
NH4Cl Amresco 0621-500g

References

  1. McAdams, H. H., Shapiro, L. System-level design of bacterial cell cycle control. FEBS Lett. 583, 3984-3991 (2009).
  2. McAdams, H. H., Shapiro, L. The architecture and conservation pattern of whole-cell control circuitry. J. Mol. Biol. 409, 28-35 (2011).
  3. McAdams, H. H., Shapiro, L. A bacterial cell-cycle regulatory network operating in time and space. Science. 301, 1874-1877 (2003).
  4. Ptacin, J. L., Shapiro, L. Initiating bacterial mitosis: understanding the mechanism of ParA-mediated chromosome segregation. Cell Cycle. 9, 4033-4034 (2010).
  5. Evinger, M., Agabian, N. Envelope-associated nucleoid from Caulobacter crescentus stalked and swarmer cells. J. Bacteriol. 132, 294-301 (1977).
  6. Tsai, J. W., Alley, M. R. Proteolysis of the Caulobacter McpA chemoreceptor is cell cycle regulated by a ClpX-dependent pathway. J. Bacteriol. 183, 5001-5007 (2001).
  7. Marks, M. E., et al. The genetic basis of laboratory adaptation in Caulobacter crescentus. J. Bacteriol. 192, 3678-3688 (2010).
  8. Ely, B. Genetics of Caulobacter crescentus. Methods Enzymol. 204, 372-384 (1991).
  9. Williams, B., Bhat, N., Chien, P., Shapiro, L. ClpXP and ClpAP proteolytic activity on divisome substrates is differentially regulated following the Caulobacter asymmetric cell division. Mol. Microbiol. 93, 853-866 (2014).
  10. Quon, K. C., Yang, B., Domian, I. J., Shapiro, L., Marczynski, G. T. Negative control of bacterial DNA replication by a cell cycle regulatory protein that binds at the chromosome origin. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 95, 120-125 (1998).
  11. Laub, M. T., Chen, S. L., Shapiro, L., McAdams, H. H. Genes directly controlled by CtrA, a master regulator of the Caulobacter cell cycle. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 99, 4632-4637 (2002).
  12. Quon, K. C., Marczynski, G. T., Shapiro, L. Cell cycle control by an essential bacterial two-component signal transduction protein. Cell. 84, 83-93 (1996).
  13. Ferullo, D. J., Cooper, D. L., Moore, H. R., Lovett, S. T. Cell cycle synchronization of Escherichia coli using the stringent response, with fluorescence labeling assays for DNA content and replication. Methods. 48, 8-13 (2009).
  14. Degnen, S. T., Newton, A. Chromosome replication during development in Caulobacter crescentus. J. Mol. Biol. 64, 671-680 (1972).
  15. Bates, D., et al. The Escherichia coli baby cell column: a novel cell synchronization method provides new insight into the bacterial cell cycle. Mol. Microbiol. 57, 380-391 (2005).
  16. Abel, S., et al. Bi-modal distribution of the second messenger c-di-GMP controls cell fate and asymmetry during the caulobacter cell cycle. PLoS Genet. 9, e1003744 (2013).
  17. Johnson, R. C., Ely, B. Isolation of spontaneously derived mutants of Caulobacter crescentus. Génétique. 86, 25-32 (1977).
  18. Britos, L., et al. Regulatory response to carbon starvation in Caulobacter crescentus. PLoS One. 6, e18179 (2011).
  19. Boutte, C. C., Crosson, S. The complex logic of stringent response regulation in Caulobacter crescentus: starvation signalling in an oligotrophic environment. Mol. Microbiol. 80, 695-714 (2011).
check_url/fr/52633?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Schrader, J. M., Shapiro, L. Synchronization of Caulobacter Crescentus for Investigation of the Bacterial Cell Cycle. J. Vis. Exp. (98), e52633, doi:10.3791/52633 (2015).

View Video