Summary

Bioprinting cellularisées Constructs Utilisation d'un spécifique de tissu Hydrogel Bioink

Published: April 21, 2016
doi:

Summary

Nous décrivons un ensemble de protocoles qui fournissent ensemble un hydrogel bioink de tissus imitant avec lesquels des constructions fonctionnelles et viables 3-D tissus peuvent être bioprinted pour une utilisation dans des applications in vitro de dépistage.

Abstract

Bioprinting has emerged as a versatile biofabrication approach for creating tissue engineered organ constructs. These constructs have potential use as organ replacements for implantation in patients, and also, when created on a smaller size scale as model “organoids” that can be used in in vitro systems for drug and toxicology screening.

Despite development of a wide variety of bioprinting devices, application of bioprinting technology can be limited by the availability of materials that both expedite bioprinting procedures and support cell viability and function by providing tissue-specific cues. Here we describe a versatile hyaluronic acid (HA) and gelatin-based hydrogel system comprised of a multi-crosslinker, 2-stage crosslinking protocol, which can provide tissue specific biochemical signals and mimic the mechanical properties of in vivo tissues.

Biochemical factors are provided by incorporating tissue-derived extracellular matrix materials, which include potent growth factors. Tissue mechanical properties are controlled combinations of PEG-based crosslinkers with varying molecular weights, geometries (linear or multi-arm), and functional groups to yield extrudable bioinks and final construct shear stiffness values over a wide range (100 Pa to 20 kPa). Using these parameters, hydrogel bioinks were used to bioprint primary liver spheroids in a liver-specific bioink to create in vitro liver constructs with high cell viability and measurable functional albumin and urea output. This methodology provides a general framework that can be adapted for future customization of hydrogels for biofabrication of a wide range of tissue construct types.

Introduction

Au cours des dernières années, une variété de technologies sont devenues disponibles qui répond au besoin de sources alternatives d'organes et de tissus fonctionnels en cherchant à fabriquer, ou biofabricate, eux. Bioprinting a émergé comme l'un des plus prometteurs de ces technologies. Bioprinting peut être considéré comme une forme de robotique additif fabrication de pièces biologiques, qui peut être utilisé pour construire ou modèle viable structures d' organes similaires ou tissus comme en 3 dimensions. 1 Dans la plupart des cas, bioprinting emploie 3 dimensions (3 -D) de dispositif d'impression qui est dirigée par un ordinateur pour déposer des cellules et des biomatériaux dans des positions précises, récapitulant ainsi anatomiquement imitant les architectures physiologiques. 2 Ces dispositifs impriment un "bioink", qui peut prendre la forme d'agrégats de cellules, cellules encapsulées dans des hydrogels ou des fluides visqueux ou des microsupports de cellules ensemencées, ainsi que des polymères exempts de cellules qui fournissent une structure mécanique ou d'agir comme pla acellulaireceholders. 3,4 Après le processus de bioprinting, la structure résultante peut être mûri dans des structures de tissus ou d' organes fonctionnels, et utilisés pour son application finale prévue. 5,6 A ce jour, une application totalement fonctionnelle organe humain de taille complète n'a pas été imprimé, mais il reste le principal objectif à long terme de bioprinting recherche et développement. 2 Toutefois, à petite échelle constructions de tissu "organoïdes" sont actuellement mises en œuvre dans un certain nombre d'applications, y compris la modélisation de la pathologie, le développement de médicaments, et le dépistage de la toxicologie.

L'un des principaux obstacles que les chercheurs ont rencontrées dans l'application de la technologie de bioprinting est que très peu de matériaux ont été développés dans le but explicite de bioprinting. Pour réussir efficacement à bioprinting, un biomatériau doit répondre à 4 exigences de base. Le biomatériau doit avoir 1) les propriétés mécaniques appropriées pour permettre le dépôt (que ce soit l'extrusion à travers une buse sous forme de gel ou d'un inkjet comme une gouttelette), 2) la capacité de tenir sa forme en tant que composante d'une structure 3-D après le dépôt, 3) la capacité de contrôle de l'utilisateur des 2 caractéristiques antérieures, et 4) une cellule environnement amical et solidaire du tout phases de la procédure de bioprinting. 7 Historiquement, bioprinting travail a souvent essayé d'employer biomatériaux traditionnelles existantes dans les dispositifs de bioprinting sans tenir compte de leur compatibilité, au lieu de concevoir un biomatériau pour avoir les propriétés nécessaires pour bioprinting et les applications post-impression ultérieures.

Une variété de bioinks ont été développés récemment pour améliorer l'interface avec le matériel de dépôt et la fabrication. systèmes d'hydrogel standard posent des problèmes importants car ils existent généralement soit comme précurseur des solutions fluides avec des propriétés mécaniques insuffisantes, ou hydrogels polymérisés que si imprimés peuvent obstruer les buses ou deviennent rompu sur le processus d'extrusion. Notre équipe, ainsi que others, ont exploré diverses formulations d' hydrogel pour résoudre ces problèmes bioprinting, y compris l' impression sphéroïde cellulaire dans des substrats d'hydrogel, 5,8 cellulaire et hydrogel filament extrusion de tubes microcapillaires, 9-11 extrudables acide hyaluronique (HA) -Gold hydrogels de nanoparticules ayant des propriétés dynamiques de réticulation , 12 contrôle temporel de la rigidité d'hydrogel en utilisant photopolymérisable méthacrylatée HA et de la gélatine, 13 réticulation à base de fibrinogène-thrombine, 14,15 échange ionique gels d'alginate-collagène, 16 et récemment polymérisation rapide de la lumière ultraviolette (UV) réticulation -initiated, 17

Ces exemples démontrent la faisabilité des matériaux générant qui peuvent par bioprinted efficacement. Cependant, en plus de l'intégration avec le matériel, afin de générer avec succès des constructions viables et fonctionnelles des tissus en 3-D, les biomatériaux doivent contenir les indices biochimiques et mécaniques qui aident à maintenir cellulairela viabilité et la fonction. Ces facteurs supplémentaires, profils biochimiques et mécaniques, peuvent avoir une influence significative sur la fonction réussie des constructions de tissu bioprinted.

Les deux cellules et la matrice extracellulaire native (ECM) sont chargés de présenter une large gamme de molécules de signalisation telles que des facteurs de croissance et d'autres cytokines à d'autres cellules. La combinaison de ces signaux varie d' un tissu à l'autre , mais il peut être extrêmement puissant et influent dans la régulation du comportement cellulaire et tissulaire. 18 En utilisant des composants ECM spécifiques de tissus provenant de différents organes et la mise en oeuvre comme un hydrogel ou dans le cadre d'un hydrogel a été explorée avec succès. 19-21 Cette approche, qui est constituée d'un tissu donné décellularisation, la pulvérisation, et le dissoudre, peut être utilisé pour produire des signaux biochimiques spécifiques aux tissus de tous les tissus et peuvent être incorporés dans les trois dimensions des constructions d'hydrogel. 22

De plus,il est largement documenté que les tissus dans le corps occupent une large gamme de raideurs. 23 Par conséquent, la possibilité de régler les propriétés mécaniques des biomatériaux, tels que le module d' élasticité E 'ou module élastique de cisaillement G' est un outil utile dans l' ingénierie tissulaire . Comme décrit ci-dessus, le contrôle des propriétés mécaniques bioink permet biofabrication à base extrusion utilisant un gel mou, qui peut alors en outre manipulé par réticulation secondaire à un stade ultérieur, à quels niveaux de module élastique peuvent être atteints qui correspondent à celle du type d'organe cible. Par exemple, les biomatériaux peuvent être personnalisés pour correspondre à une rigidité de 5-10 kPa comme un foie natif, 23 ou correspondre à une rigidité de 10-15 kPa comme tissu cardiaque native, 24,25 en théorie augmenter la capacité de ces organites à fonctionner d'une manière similaire à celle de leurs homologues natifs de tissus. L'influence de la rigidité de l'environnement sur le phénotype cellulaire a été explored au cours des dernières années, en particulier en ce qui concerne les cellules souches. Engler et al. , Ont démontré que le substrat élasticité assistée dans la conduite des cellules souches mésenchymateuses (MSC) vers lignages avec l' élasticité des tissus correspondant à celle du substrat. 25 Ce concept a été étudiée plus à la différenciation en muscle, la fonction cardiaque, phénotype hépatique, souche hématopoïétique prolifération cellulaire et le maintien du potentiel thérapeutique des cellules souches. 24,26-29 Etre capable de régler un hydrogel à différents modules d' élasticité est une caractéristique importante d'un biomatériau qui sera utilisé pour biofabricate constructions de tissu. 30

Nous décrivons ici un protocole qui représente une approche polyvalente utilisée dans notre laboratoire pour formuler un système d'hydrogel qui peut être extrusion bioprinted et adapté à 1) contiennent le profil biochimique d'un type de tissu particulier et 2) mimer le module d'élasticité de ce type tissulaire . En répondant à ces exigences, nous visons à pournir un matériau qui peut récapituler les caractéristiques physico – chimiques et biologiques in vivo des tissus. 31 Le système composite d'hydrogel modulaire décrit ici tire profit d'une approche multi-réticulation pour donner bioinks extrudables et permet une réticulation secondaire pour stabiliser et augmente la rigidité de la les produits finis pour correspondre à une variété de types de tissus. personnalisation Biochemical est remplie en utilisant des composants ECM spécifiques de tissus. En guise de démonstration, nous employons une variété de ce système d'hydrogel spécifique du foie à BioPrint foie fonctionnelle des constructions organoïdes. Le protocole décrit utilise un dispositif de bioprinting 3-D personnalisé. En général, ce protocole peut être adapté à la plupart des imprimantes à base extrusion, les paramètres d'impression spécifiques varient considérablement pour chaque type d'appareil et nécessitent des tests par l'utilisateur.

Protocol

1. hydrogels Bioink Formulations et préparation Afin de fournir des profils biochimiques spécifiques aux tissus, la préparation spécifique d' un tissu d'ECM des solutions de digestion comme décrit précédemment pour le foie. 20 Remarque: En général, cette digestion ECM comprendra 40% du volume de bioink d'hydrogel final qui est utilisé. Plusieurs centaines de millilitres de solution ECM digest peuvent être préparés, aliquotés et congelés à -80 ° C pour une utilisa…

Representative Results

Lorsque les procédures décrites ci – dessus sont suivies correctement, les hydrogels doivent contenir un profil biochimique spécifique au type de tissu cible, 20 permettent un degré élevé de contrôle sur bioprinting et module d' élasticité finale, 34 et soutenir des cellules fonctionnelles viables dans des constructions de tissus. Hydrogel Personnalisation Pour mieux f…

Discussion

Il y a plusieurs éléments qui sont essentiels à considérer lors de la tentative de biofabricate constructions de tissu 3-D, pour une éventuelle utilisation chez les humains ou pour des applications in vitro de dépistage. En utilisant les composants cellulaires appropriés détermine la fonctionnalité potentielle d'extrémité, tandis que le dispositif de biofabrication lui-même détermine la méthodologie générale pour parvenir à la construction finale. La troisième composante, le biomatériau, …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient le financement par l'Agence de réduction de la menace de la Défense (DTRA) sous l'espace et Naval Warfare Systems Pacific Center (SSC PACIFIQUE) Marché n ° N6601-13-C-2027. La publication de ce document ne constitue pas une approbation par le gouvernement des constatations ou conclusions des présentes.

Materials

Hyaluronic acid Sigma 53747
Gelatin Sigma G6144
2-Hydroxy-4′-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone Sigma 410896
Hyaluronic acid and gelatin hydrogel kit (HyStem-HP) ESI-BIO GS315 Kit contains the components Heprasil (thiolated and heparinized hyaluronic acid), Gelin-S (thiolated gelatin), and Extralink (PEGDA)
PEG 8-Arm Alkyne, 10 kDa Creative PEGWorks PSB-887
Primary human hepatocytes Triangle Research Labs HUCPM6
Primary human liver stellate cells ScienCell 5300
Primary human Kupffer cells Life Technologies HUKCCS
Hepatocyte Basal Media (HBM) Lonza CC-3199
Hepatocyte Media Supplement Kit Lonza CC-3198 HCM SingleQuot Kits (contains ascorbic acid, 0.5mL; bovine serum albumin [fatty acid free], 10 mL; gentamicin sulfate/amphotericin B, 0.5mL; hydrocortisone 21-hemisuccinate, 0.5 mL; insulin, 0.5 mL; human recombinant epidermal growth factor, 0.5 mL; transferring, 0.5 mL)
Triton X-100 Sigma T9284 Other manufacturers are ok.
Ammonium hydroxide Fischer Scientific A669 Other manufacturers are ok.
Fresh porcine cadaver tissue n/a n/a
Lyophilizer any n/a
Freezer mill any n/a
Bioprinter n/a n/a The bioprinter described herein was custom built in-house. In general, other devices are adequate provided they support computer controlled extrusion-based printing of hydrogel materials.
Hanging drop cell culture plate InSphero CS-06-001 InSphero GravityPlus 3D Culture Platform

References

  1. Visconti, R. P., et al. Towards organ printing: engineering an intra-organ branched vascular tree. Expert Opin Biol Ther. 10, 409-420 (2010).
  2. Derby, B. Printing and prototyping of tissues and scaffolds. Science. 338, 921-926 (2012).
  3. Fedorovich, N. E., et al. Hydrogels as extracellular matrices for skeletal tissue engineering: state-of-the-art and novel application in organ printing. Tissue Eng. 13, 1905-1925 (2007).
  4. Mironov, V., Boland, T., Trusk, T., Forgacs, G., Markwald, R. R. Organ printing: computer-aided jet-based 3D tissue engineering. Trends Biotechnol. 21, 157-161 (2003).
  5. Boland, T., Mironov, V., Gutowska, A., Roth, E. A., Markwald, R. R. Cell and organ printing 2: fusion of cell aggregates in three-dimensional gels. Anat Rec A Discov Mol Cell Evol Biol. 272, 497-502 (2003).
  6. Mironov, V., Kasyanov, V., Drake, C., Markwald, R. R. Organ printing: promises and challenges. Regen Med. 3, 93-103 (2008).
  7. Skardal, A., Atala, A. Biomaterials for integration with 3-d bioprinting. Ann Biomed Eng. 43, 730-746 (2015).
  8. Mironov, V., et al. Organ printing: tissue spheroids as building blocks. Biomaterials. 30, 2164-2174 (2009).
  9. Norotte, C., Marga, F. S., Niklason, L. E., Forgacs, G. Scaffold-free vascular tissue engineering using bioprinting. Biomaterials. 30, 5910-5917 (2009).
  10. Skardal, A., Zhang, J., Prestwich, G. D. Bioprinting vessel-like constructs using hyaluronan hydrogels crosslinked with tetrahedral polyethylene glycol tetracrylates. Biomaterials. 31, 6173-6181 (2010).
  11. Bertassoni, L. E., et al. Direct-write bioprinting of cell-laden methacrylated gelatin hydrogels. Biofabrication. 6, 024105 (2014).
  12. Skardal, A., Zhang, J., McCoard, L., Oottamasathien, S., Prestwich, G. D. Dynamically crosslinked gold nanoparticle – hyaluronan hydrogels. Adv Mater. 22, 4736-4740 (2010).
  13. Skardal, A., et al. Photocrosslinkable hyaluronan-gelatin hydrogels for two-step bioprinting. Tissue Eng Part A. 16, 2675-2685 (2010).
  14. Skardal, A., et al. Bioprinted amniotic fluid-derived stem cells accelerate healing of large skin wounds. Stem Cells Transl Med. 1, 792-802 (2012).
  15. Xu, T., et al. Hybrid printing of mechanically and biologically improved constructs for cartilage tissue engineering applications. Biofabrication. 5, 015001 (2013).
  16. Xu, T., et al. Complex heterogeneous tissue constructs containing multiple cell types prepared by inkjet printing technology. Biomaterials. 34, 130-139 (2013).
  17. Murphy, S. V., Skardal, A., Atala, A. Evaluation of hydrogels for bio-printing applications. J Biomed Mater Res A. 101, 272-284 (2013).
  18. Badylak, S. F. The extracellular matrix as a biologic scaffold material. Biomaterials. 28, 3587-3593 (2007).
  19. Freytes, D. O., Tullius, R. S., Valentin, J. E., Stewart-Akers, A. M., Badylak, S. F. Hydrated versus lyophilized forms of porcine extracellular matrix derived from the urinary bladder. J Biomed Mater Res A. 87, 862-872 (2008).
  20. Skardal, A., et al. Tissue specific synthetic ECM hydrogels for 3-D in vitro maintenance of hepatocyte function. Biomaterials. 33, 4565-4575 (2012).
  21. Johnson, T. D., Braden, R. L., Christman, K. L. Injectable ECM scaffolds for cardiac repair. Methods Mol Biol. 1181, 109-120 (2014).
  22. Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nat comm. 5, 3935 (2014).
  23. Vanderhooft, J. L., Alcoutlabi, M., Magda, J. J., Prestwich, G. D. Rheological properties of cross-linked hyaluronan-gelatin hydrogels for tissue engineering. Macromol Biosci. 9, 20-28 (2009).
  24. Engler, A. J., et al. Embryonic cardiomyocytes beat best on a matrix with heart-like elasticity: scar-like rigidity inhibits beating. J Cell Sci. 121, 3794-3802 (2008).
  25. Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. Cell. 126, 677-689 (2006).
  26. Chaudhuri, T., Rehfeldt, F., Sweeney, H. L., Discher, D. E. Preparation of collagen-coated gels that maximize in vitro myogenesis of stem cells by matching the lateral elasticity of in vivo muscle. Methods Mol Biol. 621, 185-202 (2010).
  27. Lozoya, O. A., et al. Regulation of hepatic stem/progenitor phenotype by microenvironment stiffness in hydrogel models of the human liver stem cell niche. Biomaterials. 32, 7389-7402 (2011).
  28. Holst, J., et al. Substrate elasticity provides mechanical signals for the expansion of hemopoietic stem and progenitor cells. Nat Biotechnol. 28, 1123-1128 (2010).
  29. Skardal, A., Mack, D., Atala, A., Soker, S. Substrate elasticity controls cell proliferation, surface marker expression and motile phenotype in amniotic fluid-derived stem cells. J Mech Behav Biomed Mater. 17, 307-316 (2013).
  30. Rutz, A. L., Hyland, K. E., Jakus, A. E., Burghardt, W. R., Shah, R. N. A multimaterial bioink method for 3D printing tunable, cell-compatible hydrogels. Adv Mater. 27, 1607-1614 (2015).
  31. Malda, J., et al. 25th anniversary article: Engineering hydrogels for biofabrication. Adv Mater. 25, 5011-5028 (2013).
  32. Kang, H. W., Lee, S. J., Atala, A., Yoo, J. J. Integrated organ and tissue printing methods, system and apparatus. US Patent. , (2011).
  33. Drewitz, M., et al. Towards automated production and drug sensitivity testing using scaffold-free spherical tumor microtissues. Biotechnol J. 6, 1488-1496 (2011).
  34. Skardal, A., et al. A hydrogel bioink toolkit for mimicking native tissue biochemical and mechanical properties in bioprinted tissue constructs. Acta Biomater. 25, 24-34 (2015).
  35. Peattie, R. A., et al. Stimulation of in vivo angiogenesis by cytokine-loaded hyaluronic acid hydrogel implants. Biomaterials. 25, 2789-2798 (2004).
  36. Flynn, L., Prestwich, G. D., Semple, J. L., Woodhouse, K. A. Adipose tissue engineering with naturally derived scaffolds and adipose-derived stem cells. Biomaterials. 28, 3834-3842 (2007).
  37. Flynn, L., Prestwich, G. D., Semple, J. L., Woodhouse, K. A. Adipose tissue engineering in vivo with adipose-derived stem cells on naturally derived scaffolds. J Biomed Mater Res A. 89, 929-941 (2009).
  38. Duflo, S., Thibeault, S. L., Li, W., Shu, X. Z., Prestwich, G. Effect of a synthetic extracellular matrix on vocal fold lamina propria gene expression in early wound healing. Tissue Eng. 12, 3201-3207 (2006).
  39. Duflo, S., Thibeault, S. L., Li, W., Shu, X. Z., Prestwich, G. D. Vocal fold tissue repair in vivo using a synthetic extracellular matrix. Tissue Eng. 12, 2171-2180 (2006).
  40. Liu, Y., Shu, X. Z., Prestwich, G. D. Osteochondral defect repair with autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells in an injectable, in situ, cross-linked synthetic extracellular matrix. Tissue Eng. 12, 3405-3416 (2006).
  41. Liu, Y., et al. Accelerated repair of cortical bone defects using a synthetic extracellular matrix to deliver human demineralized bone matrix. J Orthop Res. 24, 1454-1462 (2006).
  42. Zhang, J., Skardal, A., Prestwich, G. D. Engineered extracellular matrices with cleavable crosslinkers for cell expansion and easy cell recovery. Biomaterials. 29, 4521-4531 (2008).
  43. Serban, M. A., Scott, A., Prestwich, G. D. Unit 10.14, Use of hyaluronan-derived hydrogels for three-dimensional cell culture and tumor xenografts. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 10, (2008).
  44. Xu, X., Prestwich, G. D. Inhibition of tumor growth and angiogenesis by a lysophosphatidic acid antagonist in an engineered three-dimensional lung cancer xenograft model. Cancer. 116, 1739-1750 (2010).
  45. Liu, Y., Shu, X. Z., Prestwich, G. D. Tumor engineering: orthotopic cancer models in mice using cell-loaded, injectable, cross-linked hyaluronan-derived hydrogels. Tissue Eng. 13, 1091-1101 (2007).
  46. Skardal, A., Devarasetty, M., Rodman, C., Atala, A., Soker, S. Liver-Tumor Hybrid Organoids for Modeling Tumor Growth and Drug Response In Vitro. Ann Biomed Eng. , (2015).
check_url/fr/53606?article_type=t

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Citer Cet Article
Skardal, A., Devarasetty, M., Kang, H., Seol, Y., Forsythe, S. D., Bishop, C., Shupe, T., Soker, S., Atala, A. Bioprinting Cellularized Constructs Using a Tissue-specific Hydrogel Bioink. J. Vis. Exp. (110), e53606, doi:10.3791/53606 (2016).

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