Synthèse de l'or nanoparticules liposomes intégré photosensible et mesurer leur microbulles cavitation sur Pulse Laser excitation
Summary
Ce protocole décrit un procédé de préparation simple pour nanoparticules d'or intégré liposomes photosensibles avec les matériaux disponibles dans le commerce. Il montre également comment évaluer le processus de cavitation de microbulles des liposomes de synthèse sur le traitement de laser pulsé.
Abstract
Photo-responsive nanoparticles (NPs) have received considerable attention because of their potential in providing spatial, temporal, and dosage control over the drug release. However, most of the relevant technologies are still in the development process and are unprocurable by clinics. Here, we describe a facile fabrication of these photo-responsive NPs with commercially available gold NPs and thermo-responsive liposomes. Calcein is used as a model drug to evaluate the encapsulation efficiency and the release kinetic profile upon heat/light stimulation. Finally, we show that this photo-triggered release is due to the membrane disruption caused by microbubble cavitation, which can be measured with hydrophone.
Introduction
La possibilité de déclencher la libération du médicament en utilisant des stimuli externes est un moyen attrayant de livrer les médicaments dans la mode spatio, temporalité et de dosage contrôlé avec une spécificité maximale et peu d'effets indésirables. Parmi un large éventail de systèmes exogènes de stimuli-sensibles (lumière, champ magnétique, les ultrasons, rayonnement micro-ondes), les plates-formes légères déclenché sont attrayants, en raison de leur non-invasif, la simplicité et l'adaptabilité dans les cliniques. 1 recherches approfondies dans la dernière décennie a fourni une variété de technologies de plate-forme, tels que l'or responsable proche infrarouge-lumière (UA) nanocages revêtus de polymères intelligents, 2, des nanoparticules polymériques photo-labile (IP) conjugués à des médicaments, 3 et nanovésicules de porphysome auto-assemblées. 4 Cependant , ces technologies sont encore au stade de développement préclinique, et nécessitent une bonne compréhension et l'optimisation des paramètres intervenant dans le processus de lancement et de suitelaminage de la libération du médicament.
L'un des plus simples et facilement accessibles des méthodes pour la préparation d'un tel système est d'intégrer Au IP avec des liposomes thermosensibles 5,6, les deux qui sont largement disponibles sur le marché et ont été largement étudiés dans les essais précliniques et cliniques, même. Malgré la limitation de l'activation des tissus profonds de Au IP à leur longueur d'onde plasmonique, par rapport à l'UA nanostructures proche infrarouge activé (par exemple, nanocages), ce système tient toujours très prometteur lorsqu'il est utilisé dans de petits animaux ou pour l'administration topique chez l'homme. 7 Il y a des premiers efforts en combinant au IP avec des liposomes pour la libération lumière déclenché. 8-11 Alors que la plupart d'entre eux se concentrent sur la nouveauté des matériaux, les problèmes d'accessibilité et d'évolutivité doivent être abordées. En outre, des rapports sur les mécanismes de libération à l'aide de ces nanocarriers sont encore limitées.
Ici, la fabrication de photo-sensibleliposomes, simultanément chargés de médicaments et hydrophiles Au NPS a été décrit. Calcéine est utilisé comme composé modèle pour évaluer l'efficacité d'encapsulation et le profil de libération du système. En outre, dans ce système, la lumière absorbée par les IP Au dissipe au microenvironnement entourant sous forme de chaleur, ce qui entraîne une augmentation de la température locale. Microbulles d'air sont générées au cours du chauffage au laser et provoquer la rupture mécanique des liposomes (figure 1). Le mécanisme de la cavitation des microbulles est confirmée par des mesures d'hydrophones.
Protocol
Representative Results
Discussion
hydratation de la couche mince est la méthode classique de préparation des liposomes. solvants organiques (chloroforme dans ce cas) ont été utilisés d'abord pour dissoudre les lipides et ensuite éliminés dans un évaporateur rotatif à 37 ° C pour produire un film mince de lipides sur le flacon. Ce film lipidique a été hydraté avec la solution aqueuse contenant 60 mM calcéine et 5 nm Au IP. Au cours du processus d'hydratation, la température a été maintenue à environ 50 ° C et le ballon a été …
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été partiellement financé par les fonds de recherche universitaire Tier-1 de Singapour Ministère de l'Education (RG 64/12 à CX) et NTU-Nord-Ouest de l'Institut de la nanomédecine.
Materials
| 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 850355P | Powder, Store at -20 °C |
| 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholine (MPPC) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 855675P | Powder, Store at -20 °C |
| 1, 2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanol-amine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt) (DSPE-PEG2000) | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 880120P | Powder, Store at -20 °C |
| Gold Nanoparticles | Sigma Aldrich | 752568-100mL | 5nm particles, stabilized at 0.1mM PBS |
| Calcein | Sigma Aldrich | C0875-10g | 60mM, pH 7.4 – adjusted using NaOH |
| phosphate buffered saline (PBS) | Sigma Aldrich | P5493 | 0.1 mM, pH 7.4 |
| Double distilled water | Millipore Milli-DI water purification system | ||
| Triton X100 | Sigma, Life Sciences | X-100 | To disrupt the liposomes to calculate total encapsulation |
| Rotavapor | Buchi (Switzerland) | R 210 | Used for Lipososme preparation |
| Heating bath | Buchi (Switzerland) | B 491 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Controller | Buchi (Switzerland) | V-850 | Used for Lipososme preparation |
| Vacuum Pump | Buchi (Switzerland) | V-700 | Used for Lipososme preparation |
| Recirculation bath with temperature controller | Polyscience | Used for Lipososme preparation | |
| Mini-extruder assembly with heating block | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610000 | Used for extrusion of liposomes |
| Syringes, 1000 uL | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610017 | Used for extrusion of liposomes |
| Polycarbonate filter membrane, 200nm | Whatmann | 800281 | Used for extrusion of liposomes |
| Filter Support | Avanti Polar Lipids (Alabama, US) | 610014 | Used for extrusion of liposomes |
| PD 10 Desalting coulumns, Sephadex G-25 medium | GE Healthcare, Life sciences | 17-0851-01 | Used to purify the liposomes |
| Centrifuge | Sigma Laboratory Centrifuges | 3K30 | Used to concentrate the liposomal solution |
| Rotor | Sigma | 19777-H | Used to concentrate the liposomal solution |
| Zetasizer | Nano ZS Malvern | Used for the determination of liposome size and zetapotential | |
| UV- Visible Spectrophotometer | Shimadzu | UV-2450 | Used to measure the absorbance of the samples |
| Fluorescent Spectrofluorometer | Molecular Devices | SpectraMax M5 | Used to measure the fluorescence emission of the samples |
| Nd:YAG Laser | NewWave Research | 532 nm; Maximum power: 17mJ; Width: 406 ns; Used for sample irradiation | |
| HNR Hydrophone | ONDA | HNR-1000 | 1000 mm diameter and 450 nV/Pa sensitivity, Proper working frequency range: 0.25-10 MHz; Calibration: 50 mV/Bar; Used to measure the acoustic signals |
| Digital Osciloscope | LECORY – Wave Runner 64Xi-A | Frequency: 600 MHz; Max sample rate : 10 Gs/s (at two channel); Used to record the measured acoustic signals |
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