Summary

Isolering av CD146<sup> +</sup> Resident Lung mesenkymala stromaceller celler från råttlungor

Published: June 17, 2016
doi:

Summary

Detta protokoll beskriver en isolerings teknik för att erhålla primära lung bosatta mesenkymala stromaceller från råttor, genom användning av enzymatisk nedbrytning, densitetsgradient separation, plast vidhäftning och CD146 + magnetisk pärla urval.

Abstract

Mesenkymala stromaceller (MSC) är i allt större utsträckning för deras terapeutiska potential i ett brett spektrum av sjukdomar, inklusive lungsjukdomar. Förutom användning av benmärg och navelsträngs MSCs för exogen cellterapi, finns det också ett ökat intresse för reparation och regenerativ potential bosatta vävnads MSC. Dessutom är de sannolikt har en roll i normal organutveckling, och har tillskrivits roller i sjukdomar, särskilt de med en fibrotisk natur. Den främsta hindret för studier av dessa bosatta vävnads MSC är bristen på en tydlig markör för isolering och identifiering av dessa celler. Isoleringen teknik som beskrivs här gäller flera egenskaper hos lung bosatta MSC (L-MSC). Vid offer råttorna, är lungorna avlägsnas och sköljs flera gånger för att tvätta bort blodet. Efter mekanisk dissociation av skalpell, är lungorna digererades under 2-3 h med användning av en blandning av kollagenas typ I, neutralt proteas och DNase typ I. obtained enkelcellsuspension tvättas därefter och skiktades över densitetsgradient-medium (densitet 1,073 g / ml). Efter centrifugering, är celler från interfas tvättades och ströks ut i odlingsbehandlade kolvar. Cellerna odlas under 4-7 dagar i fysiologisk 5% O2, 5% CO2 villkor. Att utarma fibroblaster (CD146 -) och för att säkerställa en population av endast L-MSC: er (CD146 +), positiv selektion för CD146 + -celler utförs genom magnetisk pärla val. Sammanfattningsvis, detta förfarande på ett tillförlitligt sätt ger en population av primär L-MSC för vidare in vitro-studier och manipulation. På grund av arten av protokollet, kan det lätt översättas till andra experimentella djurmodeller.

Introduction

Mesenkymala stromaceller (MSC) är i allt större utsträckning för deras terapeutiska potential i ett brett spektrum av sjukdomar, inklusive lungsjukdomar. Förutom användning av benmärg och navelsträngs MSCs för exogen cellterapi, finns det också ett ökat intresse för reparation och regenerativ potential bosatta vävnads MSC. Under utveckling, bland annat i lungan, är mesenkym en viktig källa till utvecklings ledtrådar, och bosatta MSC är en trolig kandidat för att stå i centrum för detta. Dessutom är bevis fram som bosatta MSC störs hos vuxna sjukdomar, inklusive cancer 1,2 och fibros 3. Den främsta hindret för studier av dessa bosatta vävnads MSC är bristen på en tydlig markör för isolering och identifiering av dessa celler 4. Stamcellantigen-1 (Sca-1) identifierades i möss som en markör för en mängd olika vävnads stamceller, och kan användas för isolering av L-MSC 5, men har tyvärringen känd ortologer i andra arter 6. Forskare har rapporterat en mängd olika isoleringsmetoder för isolering av L-MSC från antingen lungvävnad eller vätska. Dessa varierar från fluorescensaktiverad cellsortering (FACS) baserade metoder selektering för CD31 / CD45 / CD90 + celler 7, CD31 / CD45 / epitelial celladhesionsmolekyl (EpCAM) – / Sca-1 + -celler 8, multidrogresistens transportör ATP-bindande kassett G (ABCG2) positiva celler 9 eller Hoechst 33342 färgämne efflux 10, till plast vidhäftning 11,12 och migration av malet vävnad 13.

Fördelarna med den häri presenterade förfarandet är flerfaldigt. Genom att använda en mild enzymatisk spjälkning och densitetsgradient 14, erhåller man alla celler i densitetsintervallet som inkluderar MSCs men utesluter epitelceller eller endotelceller. Den efterföljande plast vidhäftning steg säkerställer att endast mesenchymal celler vidhäftar och bo i kultur, vilket eliminerar leukocyter. Viktigast dock tillåter CD146 + val steg för eliminering av fibroblaster, eftersom dessa celler inte uttrycker CD146. Expression av celladhesionsmolekylen CD146 är positivt korrelerad med multipotens, och är därför en bra markör för att sålla ut fibroblaster från en mesenkymal cellpopulation 15-19. Detta är en fördel jämfört med användning av CD90 som en selektionsmarkör, eftersom det inte är bara uttrycks i MSC: er utan också i lipofibroblasts 5,20. I detta protokoll har vi uttryckligen valt en magnetisk pärla urval, eftersom det är skonsammare på cellerna, och hela proceduren kan ske under sterila förhållanden. En annan viktig fördel med denna isoleringsförfarandet i motsats till utväxt metoden, är att det är relativt snabbt, 6-10 dagar i motsats till en månad eller mer för utväxt metoden. Tre till fem dagar efter den första isoleringen av mesenkymala befolkningen är redo för CD146 + sele ction; efter ytterligare tre till fem dagar de CD146 + cellerna är redo att användas för försöken eller kan frysas för senare användning. Den minskade tiden för kultur förbättrar kvaliteten på celler som MSCs transdifferentiera mot fibroblaster i förlängd ex vivo kultur 19. Slutligen, på grund av den typ av protokoll är det möjligt att tillämpa denna metod på andra arter genom att helt enkelt välja lämpliga antikroppar, eller till och med till andra organsystem genom att justera valet av matsmältningsenzymer och inkubationstiden.

En detaljerat protokoll av denna isolering metod ges nedan och en schematisk översikt av isolering och efterföljande selektion av CD146 + subpopulation ges i figur 1A och 1B respektive. Dessutom är uppgifter ingår för passage, frysning och upptining dessa celler.

ad / 53782 / 53782fig1.jpg "/>
Figur 1. Schematisk översikt av isolering av lung mesenkymala celler (A) och efterföljande CD146 + cellval (B) min = minuter.; EDTA = etylendiamintetraättiksyra; 2 nd Ab = sekundär antikropp; a-CD146 Ab = primär anti-CD146-antikropp; ve celler = CD146 negativa celler; + ve celler = CD146 positiva celler. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Protocol

Alla förfaranden godkändes av Animal Care kommittén vid universitetet i Ottawa (djuretik protokoll Ohří-1696). Djurvård utfördes i enlighet med institutionens riktlinjer. 1. Isolering av Lung mesenkymala stromaceller celler Förbered enzymblandningen i en 50 ml tub: väga in 30 U neutralt proteas, 2500 U kollagenas I och 500 U DNAse I. Dessa belopp räcker för lungorna hos en vuxen mus eller råtta valp. Förbereda på dag av isolering och förvara vid 4 ° C fram till anv…

Representative Results

Två av de mest pålitliga fysiska egenskaperna hos MSC, densitet och plast vidhäftning, används i den första delen av detta protokoll för att erhålla mesenkymala cellfraktionen i lungan som innehåller L-MSC. Även om densitetsgradient inter inkluderar monocyter och makrofager förutom lunga mesenkymala celler, plast vidhäftning följt av 3-5 dagars odling säkerställer att endast de lung mesenkymala celler kvar. I själva verket denna cellpopulation uttrycker den klassiska MSC y…

Discussion

Den isolering och odling av primär L-MSC innebär en möjlighet att bättre förstå deras funktion och deras interaktion med andra cellpopulationer på cellnivå, och deras roll i lungutveckling, hälsa och sjukdom. Detta är särskilt viktigt eftersom det saknas en specifik enskild markör för dessa celler gör det nästan omöjligt att studera dessa celler in situ. Som med alla primära cellpopulationer, bör man ha i åtanke att dessa celler är mer benägna att ändra sin karaktär ju längre de hålls i…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JJPC is supported by a Canadian Institutes of Health Research (CIHR) postdoctoral fellowship. MAM receives a merit scholarship from the German National Academic Foundation – Studienstiftung des Deutschen Volkes and is supported by a grant from the EFCNI (European Foundation for the Care of the Newborn Infant). BT is supported by CIHR, the Canadian Lung Association, the Stem Cell Network and the Children’s Hospital of Eastern Ontario Research Institute.

Materials

Neutral Protease Worthington Biochemical Corporation LS02104 Prepare on day of isolation and store at 4°C until use
Collagenase I Worthington Biochemical Corporation LS004196 Prepare on day of isolation and store at 4°C until use
DNAse I Sigma-Aldrich D5025 Prepare on day of isolation and store at 4°C until use
Pentobarbital sodium (Euthanyl) Bimeda-MTC Animal Health Inc, Dublin, Ireland Use 0.2 mL for rat pups between 20-30g; larger animals may need more.
Dulbecco’s PBS + Sodium-pyruvate + Glucose Life Technologies 14287-072 Very crucial to use this type of D-PBS, as the calcium and magnesium that are present in this D-PBS facilitate facilitate the enzymatic digestion
Ficoll-Paque PREMIUM (1.073 g/cm3) GE Healthcare 17-5446-52 Density gradient media. To obtain a good interphase, it is crucial that the layering of the single cell suspension occurs at a >45o angle at very low speed, and that the subsequent centrifugation is done at 19oC.
αMEM Sigma-Aldrich M8042 Warm in 37oC water bath before use
200 mM L-Glutamine Life Technologies 25030-164
100x Antibiotic-Antimycotic Life Technologies 15240-062 Penicillin/Streptomycin/Fungizone
M-280 Dynabeads Life Technologies 11205D Magnetic beads
biotinylated polyclonal rabbit-anti-mouse IgG Dako, Agilent Technologies E0464 Biotinylated secondary antibody that matches with the anti-rat CD146 antibody described below
DynaMag5-magnet Life Technologies 12303D Magnet that is recommended for use with Dynabeads. NOTE: magnet should be chosen based on the manufacturer’s instructions of the magnet beads of choice.
TrypLE express  Life Technologies 12605-028 Gentle non-trypsin alternative, use 1 mL of TrypLE express/ 25cm2 surface area. After detachment, 10 mL L-MSC culture medium is sufficient to inactivate 3 mL TrypLE
anti-rat CD146 antibody Lifespan Biosciences Inc. C35841 12.5 μl per 0.5 x 106 cells
Pentaspan (pentastarch solution) Bristol-Myers Squibb Canada Can be obtained through local blood donation services or hematology departments. Alternatively, one could use the PSI 20% Pentastarch solution (Preservation Solutions, PST001) diluted 1:1 with 0.9% NaCl.
Mr.Frosty freezing container ThermoFisher Scientific 5100-0001 Improves viability when freezing L-MSCs overnight at -80oC

References

  1. Bhowmick, N. A., Neilson, E. G., Moses, H. L. Stromal fibroblasts in cancer initiation and progression. Nature. 432, 332-337 (2004).
  2. Wei, H. J., et al. FOXF1 mediates mesenchymal stem cell fusion-induced reprogramming of lung cancer cells. Oncotarget. 5, 9514-9529 (2014).
  3. Marriott, S., et al. ABCG2pos lung mesenchymal stem cells are a novel pericyte subpopulation that contributes to fibrotic remodeling. Am J Physiol Cell Physiol. 307, 684-698 (2014).
  4. Collins, J. J., Thebaud, B. Lung mesenchymal stromal cells in development and disease: to serve and protect. Antioxid Redox Signal. 21, 1849-1862 (2014).
  5. McQualter, J. L., et al. Endogenous fibroblastic progenitor cells in the adult mouse lung are highly enriched in the sca-1 positive cell fraction. Stem Cells. 27, 623-633 (2009).
  6. Holmes, C., Stanford, W. L. Concise review: stem cell antigen-1: expression, function, and enigma. Stem Cells. 25, 1339-1347 (2007).
  7. Gottschling, S., et al. Mesenchymal stem cells in non-small cell lung cancer–different from others? Insights from comparative molecular and functional analyses. Lung Cancer. 80, 19-29 (2013).
  8. Bertoncello, I., McQualter, J. Isolation and clonal assay of adult lung epithelial stem/progenitor cells. Current protocols in stem cell biology. , (2011).
  9. Jun, D., et al. The pathology of bleomycin-induced fibrosis is associated with loss of resident lung mesenchymal stem cells that regulate effector T-cell proliferation. Stem Cells. 29, 725-735 (2011).
  10. Majka, S. M., et al. Identification of novel resident pulmonary stem cells: form and function of the lung side population. Stem Cells. 23, 1073-1081 (2005).
  11. Hennrick, K. T., et al. Lung cells from neonates show a mesenchymal stem cell phenotype. Am J Respir Crit Care Med. 175, 1158-1164 (2007).
  12. Salama, M., et al. Endothelin-1 governs proliferation and migration of bronchoalveolar lavage-derived lung mesenchymal stem cells in bronchiolitis obliterans syndrome. Transplantation. 92, 155-162 (2011).
  13. Hoffman, A. M., et al. Lung-derived mesenchymal stromal cell post-transplantation survival, persistence, paracrine expression, and repair of elastase-injured lung. Stem Cells Dev. 20, 1779-1792 (2011).
  14. Grisendi, G., et al. GMP-manufactured density gradient media for optimized mesenchymal stromal/stem cell isolation and expansion. Cytotherapy. 12, 466-477 (2010).
  15. Bardin, N., et al. S-Endo 1, a pan-endothelial monoclonal antibody recognizing a novel human endothelial antigen. Tissue antigens. 48, 531-539 (1996).
  16. Covas, D. T., et al. Multipotent mesenchymal stromal cells obtained from diverse human tissues share functional properties and gene-expression profile with CD146+ perivascular cells and fibroblasts. Exp Hematol. 36, 642-654 (2008).
  17. Russell, K. C., et al. In vitro high-capacity assay to quantify the clonal heterogeneity in trilineage potential of mesenchymal stem cells reveals a complex hierarchy of lineage commitment. Stem Cells. 28, 788-798 (2010).
  18. Sorrentino, A., et al. Isolation and characterization of CD146+ multipotent mesenchymal stromal cells. Exp Hematol. 36, 1035-1046 (2008).
  19. Halfon, S., Abramov, N., Grinblat, B., Ginis, I. Markers distinguishing mesenchymal stem cells from fibroblasts are downregulated with passaging. Stem Cells Dev. 20, 53-66 (2011).
  20. McGowan, S. E., Torday, J. S. The pulmonary lipofibroblast (lipid interstitial cell) and its contributions to alveolar development. Annu Rev Physiol. 59, 43-62 (1997).
  21. Dulbecco, R., Vogt, M. Plaque formation and isolation of pure lines with poliomyelitis viruses. The Journal of experimental medicine. 99, 167-182 (1954).
  22. Hayakawa, J., et al. 5% dimethyl sulfoxide (DMSO) and pentastarch improves cryopreservation of cord blood cells over 10% DMSO. Transfusion. 50, 2158-2166 (2010).
  23. Sarugaser, R., Hanoun, L., Keating, A., Stanford, W. L., Davies, J. E. Human mesenchymal stem cells self-renew and differentiate according to a deterministic hierarchy. PLoS One. 4, 6498 (2009).
  24. Prockop, D. J. Repair of tissues by adult stem/progenitor cells (MSCs): controversies, myths, and changing paradigms. Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 17, 939-946 (2009).
  25. Respiratory Physiology. UCL Available from: https://www.ucl.ac.uk/anesthesia/people/RespPhysiolLong.pdf (2015)
  26. Boron, W. F., Boulpaep, E. L. . Medical Physiology. 2nd edn. , (2009).
  27. Carreau, A., El Hafny-Rahbi, B., Matejuk, A., Grillon, C., Kieda, C. Why is the partial oxygen pressure of human tissues a crucial parameter? Small molecules and hypoxia. J Cell Mol Med. 15, 1239-1253 (2011).
  28. Heller, H., Brandt, S., Schuster, K. D. Determination of alveolar-capillary O2 partial pressure gradient by using 15NO. Nitric oxide : biology and chemistry / official journal of the Nitric Oxide Society. 12, 127-128 (2005).
  29. Mohyeldin, A., Garzon-Muvdi, T., Quinones-Hinojosa, A. Oxygen in stem cell biology: a critical component of the stem cell niche. Cell stem cell. 7, 150-161 (2010).
  30. Simon, M. C., Keith, B. The role of oxygen availability in embryonic development and stem cell function. Nature reviews. Molecular cell biology. 9, 285-296 (2008).
  31. Le, Q. T., et al. An evaluation of tumor oxygenation and gene expression in patients with early stage non-small cell lung cancers. Clin Cancer Res. 12, 1507-1514 (2006).
  32. Krampera, M., et al. Immunological characterization of multipotent mesenchymal stromal cells-The International Society for Cellular Therapy (ISCT) working proposal. Cytotherapy. , (2013).
  33. Corselli, M., et al. Identification of perivascular mesenchymal stromal/stem cells by flow cytometry. Cytometry. Part A : the journal of the International Society for Analytical Cytology. 83, 714-720 (2013).
  34. Russell, K. C., et al. Cell-Surface Expression of Neuron-Glial Antigen 2 (NG2)and Melanoma Cell Adhesion Molecule (CD146) in Heterogeneous Cultures of Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells. Tissue engineering. Part A. , (2013).
  35. Lv, F. J., Tuan, R. S., Cheung, K. M., Leung, V. Y. Concise review: the surface markers and identity of human mesenchymal stem cells. Stem Cells. 32, 1408-1419 (2014).
  36. Dagur, P. K., et al. Secretion of interleukin-17 by CD8+ T cells expressing CD146 (MCAM). Clinical immunology. 152, 36-47 (2014).
  37. Crisan, M., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell stem cell. 3, 301-313 (2008).
  38. da Silva Meirelles, L., et al. Cultured human adipose tissue pericytes and mesenchymal stromal cells display a very similar gene expression profile. Stem Cells Dev. , (2015).
  39. Caplan, A. I. All MSCs are pericytes. Cell stem cell. 3, 229-230 (2008).
  40. Barkauskas, C. E., et al. Type 2 alveolar cells are stem cells in adult lung. J Clin Invest. 123, 3025-3036 (2013).
  41. McGowan, S. E., McCoy, D. M. Regulation of fibroblast lipid storage and myofibroblast phenotypes during alveolar septation in mice. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307, 618-631 (2014).
  42. Chen, L., Acciani, T., Le Cras, T., Lutzko, C., Perl, A. K. Dynamic regulation of platelet-derived growth factor receptor alpha expression in alveolar fibroblasts during realveolarization. Am J Respir Cell Mol Biol. 47, 517-527 (2012).
  43. Zhou, S., et al. The ABC transporter Bcrp1/ABCG2 is expressed in a wide variety of stem cells and is a molecular determinant of the side-population phenotype. Nat Med. 7, 1028-1034 (2001).
  44. Bonyadi, M., et al. Mesenchymal progenitor self-renewal deficiency leads to age-dependent osteoporosis in Sca-1/Ly-6A null mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 5840-5845 (2003).
  45. Ito, C. Y., Li, C. Y., Bernstein, A., Dick, J. E., Stanford, W. L. Hematopoietic stem cell and progenitor defects in Sca-1/Ly-6A-null mice. Blood. 101, 517-523 (2003).
  46. Chow, K., et al. Dysfunctional resident lung mesenchymal stem cells contribute to pulmonary microvascular remodeling. Pulmonary circulation. 3, 31-49 (2013).
check_url/fr/53782?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Collins, J. J., Möbius, M. A., Thébaud, B. Isolation of CD146+ Resident Lung Mesenchymal Stromal Cells from Rat Lungs. J. Vis. Exp. (112), e53782, doi:10.3791/53782 (2016).

View Video