Summary

마우스에 압력 볼륨 루프 측정

Published: May 02, 2016
doi:

Summary

이 원고는 마우스에서 압력 볼륨 데이터의 수집에 대한 상세한 프로토콜을 설명합니다.

Abstract

원인과 심장 질환의 진행을 이해하는 것은 생물 의학 지역 사회에 상당한 도전을 선물한다. 마우스의 유전 적 유연성은 분자 수준에서 심장 기능을 탐구하는 큰 잠재력을 제공합니다. 마우스의 작은 크기는 상세한 심장 표현형을 수행하기에 관해서 몇 가지 과제를 제시한다. 소형화 기술의 다른 발전은 마우스에서 가능한 심장 평가의 많은 방법을 만들었습니다. 이들 중, 압력, 볼륨 데이터의 동시 수집은 다른 양상을 통해 사용할 수없는 심장 기능의 상세한 그림을 제공합니다. 여기서 압력 볼륨 루프의 데이터 수집을위한 상세한 과정을 설명한다. 측정 오류의 잠재적 인 소스를 기본 원리에 대한 설명이 포함되어있다. 그들이 얻는 고품질의 혈역학 적 측정에 중요한 둘 다 같이 마취 관리와 수술 방법이 아주 자세하게 설명되어 있습니다에스. 혈역학 프로토콜 개발 및 데이터 분석의 중요한 양태의 원리도 해결된다.

Introduction

심혈관 질환은 세계 1 걸쳐 사망률과 이환율의 중요한 원인이되고 있습니다. 심장 질환은 새로운 치료법 개발에 특히 어려운 과제를 제시한다. 유전학의 발전으로 심장 질환의 발달 잠재력 유전 참여자의 다수를 식별 할 수있는 가능성을 제공한다. 심장 혈관 시스템의 통합 성격이 유전 적 목표는 그대로 동​​물 모델에서 유효성을 검사해야합니다. 마우스의 유전 적 유연성 및 낮은 비용 하우징은 주어진 유전자의 생리적 역할 평가 선두로 가져왔다. 마우스의 작은 크기는 심장 기능의 평가에 대한 몇 가지 독특한 도전을 선물한다. 가 심장 기능에 관한 정보를 제공 할 수있는 몇몇 양상이 있지만 심실 압력 볼륨의 동시 측정 압력 볼륨 심실 기능 (PV) 루프 분석을 허용한다. PV는 모든 루프아우 심장 기능은 혈관의 연결의 독립 분석하는 단계; 특정 유전 요소의 기능적 역할을 결정하는 중요한 인자.

압력 볼륨 루프의 평가는 수년 동안 모두 실험 및 임상 적으로 사용 된 광범위한 문헌들은 이러한 데이터의 분석은 2,3- 관한 설정이 존재한다. 마우스에 PV 루프 기술의 적응은 쥐 심장 생리 4-6의 이해에 중요한 진전이었다. 카테터 기반 PV 루프 기술 몇 압력 변환기 심실 체적을 추정 컨덕턴스의 용도. 심실 체적은 카테터에 의해 생성 된 전계의 변화를 조사함으로써 결정된다. 실린더와 우심실은 높이가 카테터 및 반경의 전극 사이의 거리에 의해 정의되는 방식이 모델은 혈액을 통해 전기장의 전도로부터 계산심실 7-9. 카테터에 의해 측정 된 전도도 신호는 두 가지 구성 요소가 있습니다. 먼저 혈액을 통해 전도이다; 이것은 심실의 부피 변화 심실 체적을 결정하는 데 사용되는 기본 신호를 구성한다. 두 번째 구성 요소를 통해 상기 심실의 벽을 따라 전도의 결과. 이것은 병렬 컨덕턴스이라고 절대 심실 체적을 결정하기 위해 제거되어야한다. 연구 실험실에서 압력 볼륨 데이터의 수집 및 계산하고 병렬 전도를 제거하는 데 사용되는 방법이 상업적으로 이용 가능한 시스템은 그 6,10,11 사이의 주요 차이가 있습니다. 컨덕턴스 카테터 병렬 컨덕턴스의 계산 고장 성 식염수의 주입을 필요로한다. 벽의 전도도가 일정하게 유지하면서 주사 일시적, 심실의 혈액의 전도율을 변화시킨다. 이 자료로부터,은을 판정 할 수있다혈액에서 유래와 어떤 전도 신호의 구성 요소는 심실 벽에서 온다. 이 방법은 병렬 전도도가 심장주기 동안 변하지 않는 것으로 가정합니다. 어드미턴스 방법은 전체 볼륨 신호 심실 벽의 기여를 평가하는 전계의 위상 변화에 의존한다. 이 방법은 혈액과 최종 부피를 결정하는 심근의 도통 소정 상수 다양한 의존하지만 심장주기 동안 병렬 컨덕턴스의 연속적인 측정을한다. 이들 시스템은 모두 좌심실 용적의 양호한 추정치를 제공하고 그들 사이의 차이는 생리 학적으로 중요 할 가능성이 없다. 심실 다른 가정의 원통 모델 다른 양상만큼 정확하지 이러한 카테터 기반 접근법 렌더링하지만,이 데이터는 심장 기능의로드와 무관 측정 평가를위한 필수적인 비트 – 바이 – 비트 단위로 제공된다.

여기에 설명 된 절차 내 실험에 사용되며 이영양증 심근증 12-18의 기본적인 병태 생리 학적 메카니즘을 검사하는 많은 연구에 대한 데이터를 제공했다. 아래에 설명 된 절차는 PV 루프 데이터를 얻기 위해 사용될 수있는 두 가지 중 하나이다. 원칙의 많은 중 접근 방식에 적용 할 수 있지만,이 프로토콜은 오픈 가슴 혀끝의 접근 방식에 초점을 맞출 것이다; 폐쇄 상자 프로토콜은 다른 19,20 상술되었다. 절차가 구체적으로 설명 될 것이지만, 중요한 지배적 원칙은 심장 또는 폐 중 최소한의 손상으로 심장을 노출한다. 프로토콜 전반 비 생존 절차 있고 심장의 양호한 노광을 갖는 카테터의 적절한 배치를위한 매우 중요한 것을 기억하는 것이 중요하다.

Protocol

이 프로토콜에 설명 된 절차를 수행하기 전에, 현지 기관 동물 관리 및 사용위원회의 승인을 얻습니다. 1. 실험 조작 설정 주 :이 절차는 마취 된 동물에서 수행되는 데이터의 품질은 동물에게 제공 마취 지원 품질에 비례한다. 이 프로토콜을 수행하는 동안이 첫 번째 섹션의 의지 세부 필요한 장비와 절차는 마우스에 마취를 제공합니다. <o…

Representative Results

관례 적으로, 볼륨도 1과 Y 축의 X 축 및 압력에 도시된다. 구형 유사해야 부피 대 플로팅 압력으로 인한 압력 볼륨 루프, 즉 압력 isovolumic 변경 (나타내는 수직 에지, 승모판 및 대동맥 밸브 모두)가 폐쇄 될 때. 승모판과 상부 수평 부분을 통해 충전하는 대동맥 밸브를 통해 비우는 심실을 나타냅니다 심실 바닥의 수평 나타냅니다. 90의 건강한 야?…

Discussion

이 과정에서 세 가지 중요한 단계가 있습니다 : 1) 기관 내 튜브와 적절한 환기, 경정맥 IV 카테터 2) 배치, 좌심실의 PV 카테터의 3) 적절한 배치의 배치. 적당한 호흡 속도를 결정하는 환기 기능 지원을 제공하는 중요한 부분이다. 의식 마우스는 일반적으로 빠른 얕은 호흡과 폐포 환기를 유지한다. 일반적으로 통풍이 마우스는 훨씬 더 큰 갯벌 볼륨을해야합니다. 따라서 느린 호흡이 필요합니다. 너…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

저자는 NHLBI (K08 HL102066 및 R01 HL114832)에서 자금을 인정하고 싶습니다.

Materials

Dumont 5/45 (2) Fine Science Tools 11251-33
Vessel Dilating Forceps Fine Science Tools 18153-11
Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissor Roboz Instruments RS-5668
Octogon Forceps – Serrated/Curved Fine Science Tools 11041-08
Octogon Forceps – Serrated/Straight Fine Science Tools 11040-08
Dissector Scissors- Heavy Blade Fine Science Tools 14082-09
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
3-0 Silk Suture Fine Science Tools 18020-30
TOPO Ventilator Kent Scientific TOPO
Martin ME 102 Electrosurgical Unit Harvard Apparatus PY2 72-2484
Syringe Pump Lucca Technologies GenieTouch
Stereomicroscope with boom stand Nikon SMZ-800N
Thermocouple Thermometer Cole Parmer EW-91100-40
T/Pump Warm Water Recirculator Kent Scientific TP-700
ADVantage Pressure-Volume System Transonic ADV500
Data Acquision and Analysis DSI Ponemah ACQ-16

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics–2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131 (4), e29-e322 (2015).
  2. Katz, A. M. Influence of altered inotropy and lusitropy on ventricular pressure-volume loops. J Am Coll Cardiol. 11 (2), 438-445 (1988).
  3. Kass, D. A., Maughan, W. L. From "Emax" to pressure-volume relations: a broader view. Circulation. 77 (6), 1203-1212 (1988).
  4. Georgakopoulos, D., et al. In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (4 Pt 2), H1416-H1422 (1998).
  5. Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
  6. Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (4), H1698-H1707 (2000).
  7. Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
  8. Salo, R. W., Wallner, T. G., Pederson, B. D. Measurement of ventricular volume by intracardiac impedance: theoretical and empirical approaches. IEEE Trans Biomed Eng. 33 (2), 189-195 (1986).
  9. Wei, C. L., et al. Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole. IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).
  10. Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Exp Physiol. 98 (6), 1092-1101 (2013).
  11. Kottam, A., Dubois, J., McElligott, A., Henderson, K. K. Novel approach to admittance to volume conversion for ventricular volume measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2514-2517 (2011).
  12. Meyers, T. A., Townsend, D. Early right ventricular fibrosis and reduction in biventricular cardiac reserve in the dystrophin-deficient mdx heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (4), H303-H315 (2015).
  13. Townsend, D., Yasuda, S., Li, S., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Emergent dilated cardiomyopathy caused by targeted repair of dystrophic skeletal muscle. Mol Ther. 16 (5), 832-835 (2008).
  14. Townsend, D., et al. Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure. Mol Ther. 15 (6), 1086-1092 (2007).
  15. Strakova, J., et al. Dystrobrevin increases dystrophin’s binding to the dystrophin-glycoprotein complex and provides protection during cardiac stress. J Mol Cell Cardiol. 76, 106-115 (2014).
  16. Yasuda, S., et al. Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer. Nature. 436 (7053), 1025-1029 (2005).
  17. Townsend, D., Daly, M., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Age-dependent dystrophin loss and genetic reconstitution establish a molecular link between dystrophin and heart performance during aging. Mol Ther. 19 (10), 1821-1825 (2011).
  18. Townsend, D., Yasuda, S., McNally, E., Metzger, J. M. Distinct pathophysiological mechanisms of cardiomyopathy in hearts lacking dystrophin or the sarcoglycan complex. FASEB J. 25 (9), 3106-3114 (2011).
  19. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  20. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. J Vis Exp. (100), e52618-e52618 (2015).
  21. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiol Genomics. 42A (2), 103-113 (2010).
  22. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283 (5), H1829-H1837 (2002).
  23. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
  24. Palpant, N. J., Day, S. M., Herron, T. J., Converso, K. L., Metzger, J. M. Single histidine-substituted cardiac troponin I confers protection from age-related systolic and diastolic dysfunction. Cardiovasc Res. 80 (2), 209-218 (2008).
  25. Palpant, N. J., D’Alecy, L. G., Metzger, J. M. Single histidine button in cardiac troponin I sustains heart performance in response to severe hypercapnic respiratory acidosis in vivo. FASEB J. 23 (5), 1529-1540 (2009).
  26. Palpant, N. J., et al. Cardiac disease in mucopolysaccharidosis type I attributed to catecholaminergic and hemodynamic deficiencies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H356-H365 (2011).
  27. Townsend, D. Diastolic dysfunction precedes hypoxia-induced mortality in dystrophic mice. Physiol Rep. 3 (8), e12513 (2015).
  28. Schmähl, D., Port, R., Wahrendorf, J. A dose-response study on urethane carcinogenesis in rats and mice. Int J Cancer. 19 (1), 77-80 (1977).
  29. Freeman, G. L., Little, W. C., O’Rourke, R. A. The effect of vasoactive agents on the left ventricular end-systolic pressure-volume relation in closed-chest dogs. Circulation. 74 (5), 1107-1113 (1986).
  30. Reyes, M., et al. Enhancement of contractility with sustained afterload in the intact murine heart: blunting of length-dependent activation. Circulation. 107 (23), 2962-2968 (2003).
  31. Segers, P., et al. Conductance catheter-based assessment of arterial input impedance, arterial function, and ventricular-vascular interaction in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1157-H1164 (2005).
  32. Townsend, D., et al. Chronic administration of membrane sealant prevents severe cardiac injury and ventricular dilatation in dystrophic dogs. J Clin Invest. 120 (4), 1140-1150 (2010).
  33. Sato, T., Shishido, T., et al. ESPVR of in situ rat left ventricle shows contractility-dependent curvilinearity. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (5 Pt 2), H1429-H1434 (1998).
  34. Sunagawa, K., et al. Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart. Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).
  35. Cingolani, H. E., Pérez, N. G., Cingolani, O. H., Ennis, I. L. The Anrep effect: 100 years later. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H175-H182 (2013).
  36. Baan, J., van der Velde, E. T. Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs. Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).
  37. Rankin, J. S., Olsen, C. O., et al. The effects of airway pressure on cardiac function in intact dogs. Circulation. 66 (1), 108-120 (1982).

Play Video

Citer Cet Article
Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. J. Vis. Exp. (111), e53810, doi:10.3791/53810 (2016).

View Video