Summary

Tryckmätning Volym loopar i musen

Published: May 02, 2016
doi:

Summary

Detta manuskript beskriver ett detaljerat protokoll för insamling av tryck-volymdata från musen.

Abstract

Att förstå orsakerna till och utvecklingen av hjärtsjukdomar utgör en stor utmaning för den biomedicinska samhället. Den genetiska flexibiliteten hos mus ger en stor potential för att utforska hjärtfunktionen på molekylär nivå. Musens litenhet gör presentera några utmaningar i fråga om att utföra detaljerad hjärt fenotypning. Miniatyrisering och andra framsteg inom teknik har gjort många metoder för hjärtundersökning möjligt i musen. Av dessa samtidig datainsamling tryck och volym ger en detaljerad bild av hjärtfunktionen som inte är tillgänglig genom någon annan modalitet. Här ett detaljerat förfarande för insamling av tryck volym loop uppgifter beskrivs. Inkluderat är en diskussion av de principer som ligger till grund för mätningar och de potentiella felkällor. Bedövningsmedel förvaltning och kirurgiska metoder diskuteras i detalj eftersom de är båda kritiska till att få hög kvalitet hemodynamiska mätningars. Principerna för hemodynamiska protokoll utveckling och relevanta aspekter av dataanalys tas också upp.

Introduction

Hjärt-kärlsjukdom är fortfarande en viktig orsak till dödlighet och sjuklighet i hela världen en. Sjukdomar i hjärta presenterar särskilt svåra utmaningar i att utveckla nya behandlingsmetoder. Framsteg inom genetik ger möjlighet att identifiera en mängd potentiella genetiska bidrags till utvecklingen av hjärtsjukdomar. Den integrerande karaktär kardiovaskulära systemet kräver att dessa genetiska mål valideras i intakta djurmodeller. De genetiska flexibilitet och låga boendekostnader på musen har fört det i förgrunden för bedömningen av den fysiologiska rollen av en viss gen. Den lilla storleken på musen presenterar några unika utmaningar för bedömning av hjärtfunktionen. Det finns flera modaliteter som kan ge information om hjärtfunktionen, men endast den samtidig mätning av ventrikulärt tryck och volym medger tryck-volym (PV) slinganalys av ventrikulär funktion. PV-slingor allaow hjärtfunktion som skall analyseras oberoende av dess anslutning till vaskulaturen; en viktig faktor vid bestämning av den funktionella rollen av en viss genetiskt element.

Bedömningen av tryckvolymslingor har använts både experimentellt och kliniskt under många år och omfattande litteratur existerar när det gäller analys av dessa datamängder 2,3. Anpassningen av PV slingteknik till musen har varit en viktig utveckling för förståelsen av murina hjärt fysiologi 4-6. Kateter baserade PV slingtekniker par en tryckomvandlare och användningen av konduktans för att uppskatta ventrikulär volym. Den ventrikulära volymen bestäms genom att undersöka förändringar av ett elektriskt fält som genereras av katetern. Denna metod modeller ventrikeln som en cylinder, är höjden på vilken definieras av avståndet mellan elektroderna på katetern och radien beräknas ur ledning av ett elektriskt fält genom blodet iventrikeln 7-9. Konduktanssignalen mätt med katetem har två komponenter. Det första är den ledning genom blod; detta varierar med volymen av ventrikeln och utgör den primära signal som används för att bestämma ventrikulär volym. Den andra komponenten är ett resultat av ledning genom och längs väggen av ventrikeln. Detta kallas parallellkonduktansen och måste tas bort för att bestämma den absoluta kammarvolymen. Det finns två kommersiellt tillgängliga system för insamling av tryckvolymuppgifter i forskningslaboratoriet och den metod som används för att beräkna och avlägsna parallellkonduktansen är den främsta skillnaden mellan dem 6,10,11. Konduktans katetrar kräver injektion av hyperton saltlösning för beräkning av parallellkonduktansen. Denna injektion transient förändrar ledningsförmågan av blodet i ventrikeln, under det att ledningsförmågan hos väggen förblir konstant. Från dessa data är det möjligt att bestämma denkomponent av konduktans signal som härrör från blodet och det som kommer från den ventrikulära väggen. Detta tillvägagångssätt förutsätter att parallellkonduktansen inte varierar under hjärtcykeln. Admittansen metod förlitar sig på fasändringar i det elektriska fältet för att bedöma bidraget av den ventrikulära väggen till den totala volymsignalen. Denna metod förlitar sig på en mängd olika förutbestämda konstanter för konduktiviteten hos blodet och hjärtmuskulaturen för att bestämma den slutliga volymen, men gör kontinuerliga åtgärder av parallellkonduktansen under hjärtcykeln. Båda dessa system ger bra uppskattningar av vänsterkammarvolym och skillnaderna mellan dem är inte sannolikt att vara fysiologiskt signifikant. Den cylindriska modell av kammaren och andra antaganden gör dessa kateterbaserade metoder inte lika exakt som andra former, men dessa uppgifter tillhandahålls på ett beat-för-slag-basis som är nödvändig för bedömningen av last oberoende mått på hjärtfunktionen.

Tillvägagångssättet som beskrivs här används i mitt laboratorium och har lämnat uppgifter för ett stort antal studier som undersöker de grundläggande patofysiologiska mekanismer av dystrofisk kardiomyopati 12-18. Tillvägagångssättet beskrivs nedan är en av två som kan användas för att få fram data PV loop. Även om många av de principer som gäller för båda metoderna, kommer detta protokoll att fokusera på en öppen kista apikala strategi; en sluten bröst protokoll har i andra delar 19,20. Medan förfarandet kommer att beskrivas i detalj, de viktiga övergripande principerna är att exponera hjärtat med minimal skada på antingen hjärtat eller lungorna. Under hela protokollet är det viktigt att komma ihåg att detta är en icke-överlevnad förfarandet och att ha en bra exponering av hjärtat är av avgörande betydelse för en korrekt placering av katetern.

Protocol

Innan du utför någon av åtgärderna som beskrivs i detta protokoll, erhålla godkännande av den lokala institutionella djurvård och användning kommittén. 1. Installera den experimentella Rig Notera: Denna procedur utförs på bedövade djur och kvaliteten av uppgifterna är proportionell mot kvaliteten av bedövningsmedlet stöd som erbjuds till djuret. Denna första avsnittet detalj utrustning och förfaranden som är nödvändiga för att …

Representative Results

Av konvention är volymen plottas på X-axeln och tryck på Y-axeln som i figur 1. Tryck volym slingor till följd av att rita tryck mot volym bör likna en rektangel, de vertikala kanterna representerar Isovolumetrisk förändringar i tryck (dvs, när både mitral och aortaklaffar är stängda). Den nedre horisontella representerar kammar fylla genom mitralisklaffen och den övre horisontella delen representerar kammar tömning genom aortaklaffen. I en frisk vi…

Discussion

Det finns tre viktiga steg i detta förfarande: 1) placering av den endotrakeala tuben och lämplig ventilation, 2) placering av jugular IV-kateter, och 3) korrekt placering av PV kateter i den vänstra ventrikeln. Att bestämma den lämpliga andningsfrekvensen är en viktig del för att tillhandahålla andningsstöd. Medvetna möss upprätthålla allmänhet alveolär ventilation med snabba ytliga andetag. I allmänhet kommer ventilerade möss har mycket större tidalvolymer. Sålunda en långsammare andningsfrekvens kr…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Författaren vill tacka för finansiering från NHLBI (K08 HL102066 och R01 HL114832).

Materials

Dumont 5/45 (2) Fine Science Tools 11251-33
Vessel Dilating Forceps Fine Science Tools 18153-11
Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissor Roboz Instruments RS-5668
Octogon Forceps – Serrated/Curved Fine Science Tools 11041-08
Octogon Forceps – Serrated/Straight Fine Science Tools 11040-08
Dissector Scissors- Heavy Blade Fine Science Tools 14082-09
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
3-0 Silk Suture Fine Science Tools 18020-30
TOPO Ventilator Kent Scientific TOPO
Martin ME 102 Electrosurgical Unit Harvard Apparatus PY2 72-2484
Syringe Pump Lucca Technologies GenieTouch
Stereomicroscope with boom stand Nikon SMZ-800N
Thermocouple Thermometer Cole Parmer EW-91100-40
T/Pump Warm Water Recirculator Kent Scientific TP-700
ADVantage Pressure-Volume System Transonic ADV500
Data Acquision and Analysis DSI Ponemah ACQ-16

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics–2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131 (4), e29-e322 (2015).
  2. Katz, A. M. Influence of altered inotropy and lusitropy on ventricular pressure-volume loops. J Am Coll Cardiol. 11 (2), 438-445 (1988).
  3. Kass, D. A., Maughan, W. L. From "Emax" to pressure-volume relations: a broader view. Circulation. 77 (6), 1203-1212 (1988).
  4. Georgakopoulos, D., et al. In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (4 Pt 2), H1416-H1422 (1998).
  5. Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
  6. Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (4), H1698-H1707 (2000).
  7. Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
  8. Salo, R. W., Wallner, T. G., Pederson, B. D. Measurement of ventricular volume by intracardiac impedance: theoretical and empirical approaches. IEEE Trans Biomed Eng. 33 (2), 189-195 (1986).
  9. Wei, C. L., et al. Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole. IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).
  10. Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Exp Physiol. 98 (6), 1092-1101 (2013).
  11. Kottam, A., Dubois, J., McElligott, A., Henderson, K. K. Novel approach to admittance to volume conversion for ventricular volume measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2514-2517 (2011).
  12. Meyers, T. A., Townsend, D. Early right ventricular fibrosis and reduction in biventricular cardiac reserve in the dystrophin-deficient mdx heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (4), H303-H315 (2015).
  13. Townsend, D., Yasuda, S., Li, S., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Emergent dilated cardiomyopathy caused by targeted repair of dystrophic skeletal muscle. Mol Ther. 16 (5), 832-835 (2008).
  14. Townsend, D., et al. Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure. Mol Ther. 15 (6), 1086-1092 (2007).
  15. Strakova, J., et al. Dystrobrevin increases dystrophin’s binding to the dystrophin-glycoprotein complex and provides protection during cardiac stress. J Mol Cell Cardiol. 76, 106-115 (2014).
  16. Yasuda, S., et al. Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer. Nature. 436 (7053), 1025-1029 (2005).
  17. Townsend, D., Daly, M., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Age-dependent dystrophin loss and genetic reconstitution establish a molecular link between dystrophin and heart performance during aging. Mol Ther. 19 (10), 1821-1825 (2011).
  18. Townsend, D., Yasuda, S., McNally, E., Metzger, J. M. Distinct pathophysiological mechanisms of cardiomyopathy in hearts lacking dystrophin or the sarcoglycan complex. FASEB J. 25 (9), 3106-3114 (2011).
  19. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  20. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. J Vis Exp. (100), e52618-e52618 (2015).
  21. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiol Genomics. 42A (2), 103-113 (2010).
  22. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283 (5), H1829-H1837 (2002).
  23. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
  24. Palpant, N. J., Day, S. M., Herron, T. J., Converso, K. L., Metzger, J. M. Single histidine-substituted cardiac troponin I confers protection from age-related systolic and diastolic dysfunction. Cardiovasc Res. 80 (2), 209-218 (2008).
  25. Palpant, N. J., D’Alecy, L. G., Metzger, J. M. Single histidine button in cardiac troponin I sustains heart performance in response to severe hypercapnic respiratory acidosis in vivo. FASEB J. 23 (5), 1529-1540 (2009).
  26. Palpant, N. J., et al. Cardiac disease in mucopolysaccharidosis type I attributed to catecholaminergic and hemodynamic deficiencies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H356-H365 (2011).
  27. Townsend, D. Diastolic dysfunction precedes hypoxia-induced mortality in dystrophic mice. Physiol Rep. 3 (8), e12513 (2015).
  28. Schmähl, D., Port, R., Wahrendorf, J. A dose-response study on urethane carcinogenesis in rats and mice. Int J Cancer. 19 (1), 77-80 (1977).
  29. Freeman, G. L., Little, W. C., O’Rourke, R. A. The effect of vasoactive agents on the left ventricular end-systolic pressure-volume relation in closed-chest dogs. Circulation. 74 (5), 1107-1113 (1986).
  30. Reyes, M., et al. Enhancement of contractility with sustained afterload in the intact murine heart: blunting of length-dependent activation. Circulation. 107 (23), 2962-2968 (2003).
  31. Segers, P., et al. Conductance catheter-based assessment of arterial input impedance, arterial function, and ventricular-vascular interaction in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1157-H1164 (2005).
  32. Townsend, D., et al. Chronic administration of membrane sealant prevents severe cardiac injury and ventricular dilatation in dystrophic dogs. J Clin Invest. 120 (4), 1140-1150 (2010).
  33. Sato, T., Shishido, T., et al. ESPVR of in situ rat left ventricle shows contractility-dependent curvilinearity. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (5 Pt 2), H1429-H1434 (1998).
  34. Sunagawa, K., et al. Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart. Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).
  35. Cingolani, H. E., Pérez, N. G., Cingolani, O. H., Ennis, I. L. The Anrep effect: 100 years later. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H175-H182 (2013).
  36. Baan, J., van der Velde, E. T. Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs. Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).
  37. Rankin, J. S., Olsen, C. O., et al. The effects of airway pressure on cardiac function in intact dogs. Circulation. 66 (1), 108-120 (1982).
check_url/fr/53810?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. J. Vis. Exp. (111), e53810, doi:10.3791/53810 (2016).

View Video