We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.
Различия в активности нейромедиаторов и нейромодуляторов, и, следовательно, различных нервных реакций, можно найти между наркозом и бодрствующих животных. Таким образом, методы, позволяющие манипулировать синаптические системы у бодрствующих животных необходимы для того, чтобы определить вклад синаптических входов в нейронную обработку незатронутой анестетиков. Здесь мы представляем методологию построения электродов для одновременной записи внеклеточной нейронной активности и высвобождения множественных нейроактивные веществ в непосредственной близости от мест записи в активных мышей. Комбинируя эти процедуры, мы провели микроионофоретическое инъекции габазин выборочно блокировать рецепторы ГАМК в нейронах нижней бугорок мышей с черепно-сдержанной. Габазин успешно модифицировать нейронные свойства отклика, такие как область частот отклика и адаптации стимула конкретным. Таким образом, мы показали, что наши методы подходят для recordinг одноквартирный активности и рассечения роль специфических рецепторов нейромедиаторов в слуховой обработки.
Основным ограничением описанной процедуры является относительно короткий промежуток времени записи (~ 3 ч), которая определяется уровнем привыкания животного к записи сессий. С другой стороны, несколько сеансов записи могут быть выполнены в том же животном. Преимущество этого метода по сравнению с другими экспериментальными процедурами, используемыми для управления уровнем нейротрансмиссии или нейромодуляции (например, системных инъекций, или использование оптогенетика моделей), является то, что действие препарата ограничивается местным синаптических входов к целевой нейроне. Кроме того, на заказ изготовление электродов позволяет регулировать конкретные параметры в соответствии с нейронной структуры и типа нейроном интерес (например, сопротивление наконечника для улучшения отношения сигнала к шуму записей).
Взаимодействие нервного возбуждения и торможения является основой для обработки сенсорной информации 1. Известно также , что анестезия оказывает сильное влияние на динамику корковой активации и временной структуре синаптических входов 2,3. Например, было замечено , что анестетики изменить продолжительность визуально, вызвали ответы корковых нейронов 3,4. Кроме того, соотношение между возбуждающих и тормозящих синаптических входов отличается под наркозом и бодрствующих животных 4,5, изменения и вызывали и частота спонтанных активности 6,7. Путем измерения синаптических проводимостей, Haider и его коллеги 4 обнаружили , что ингибирование соответствует возбуждение в амплитуде под наркозом , тогда как во время бодрствования, торможение было сильнее , чем возбуждение. Эти данные подскажут развитие экспериментальных методик для изучения влияния специфических синаптических входов на сенсорной обработки у бодрствующих животных.
<р класс = "jove_content"> Контролируемый выброс заряженных нейроактивных веществ путем применения небольших инъекции тока (порядка нА) широко используется для изучения вклада синаптических входов и роль мнимых клеточных рецепторов в сенсорной обработки 8-13 , Этот метод, известный как microiontophoresis, допускает применение лекарств в непосредственной близости от записанного нейроне, что способствует быстрому и ограниченного эффекта. Эта процедура является более подходящим для изучения локальных эффектов нейроактивных веществ, по сравнению с широко распространенным эффектом, вызываемой другими экспериментальных манипуляций, таких как системные инъекции, микродиализом или использование оптогенетика методов. Как правило, конфигурация электродов контрейлерных 14,15 используется для одновременной записи целевого нейрон и доставить нейроактивные вещества , представляющие интерес. Он состоит из записывающего электрода, присоединенного к multibarrel пипетку, которая несет нейроактивные вещества. Модификации Oпервоначально оплащенной процедура описана Хэви и Каспари 14 были реализованы. Например, вольфрамовым электродом, а не стакан один, может быть использован для записи нейронной активности 16. Ранее опубликованные методы изготовления вольфрамовых электродов 17,18 включают три основных этапа: электролитическое травление вольфрамовой проволоки наконечники, стеклянной изоляции и регулировки экспозиции наконечника для удовлетворения требований записи.Интересный и поднимающихся поле в слуховом нейробиологии является изучение адаптации стимула специфических (SSA 19). SSA является специфическим снижение нервной реакции на повторяющиеся звуки, которые не обобщается на другие, редко представленных звуков. Важность SSA заключается в ее потенциальной роли в качестве нейронный механизм обнаружения основной девиантности в слуховом головного мозга, а также возможного нейронного корреляте для позднего негативность рассогласования компонента слуховых вызванных потенциалов 20,21. SSA оccurs от IC до слуховой коры 19,22-24. ГАМК -опосредованного ингибирование было продемонстрировано , чтобы действовать в качестве механизма регулировки усиления на SSA 7,16,25, который также , как было показано, будут затронуты анестезии 26. Здесь мы приводим протокол , который сочетает в ранее описанных способов для записи моноблочный активности IC нейронов до и во время применения селективного антагониста ГАМК А -рецепторов у бодрствующих мышей. Во-первых, мы описываем изготовление контрейлерных электродов и рядом, хирургических и записывающих методов. Для проверки эффективности высвобождения лекарственного средства, мы сравнили рецептивного поля, а также уровень SSA ИМС нейронов до и во время микроионофоретическое выброса габазин.
Microiontophoresis нейроактивных веществ у бодрствующих животных является мощным средством , чтобы исследовать и анализировать роль конкретных синаптических входов на активность отдельных нейронов 40,41. Что еще более важно, эта процедура позволяет определить воздействие нейротрансмитт…
The authors have nothing to disclose.
Этот проект был профинансирован MINECO предоставляет BFU201343608-P и PSI2013-49348-EXP, а также грант SA343U14 JCYL МСМ и MRC основного финансирования ARP. YAA провел КОНАСИТ (216106) и стипендию SEP.
Tungsten wire | Harvard Apparatus LTD | 33-0099 | 0.005 inches x 3 inches |
Borosilicate glass capillary | Harvard Apparatus LTD | 30-0053 | Borosilicate standard wall without filament, 1.5 mm OD, 0.86 mm ID, 100 mm long |
Multibarrel glass capillaries | World Precision Instruments | 5B120F-4 | 5-barrel capillary, 4 inches long, 1.2 mm OD, with filament |
Diaplus | DiaDent | 2001-2101 | Light-curing adhesive, used to attach the tungsten electrode to the glas multibarrel pipette |
G-Bond | GC Corporation | 2277 | Light-curing adhesive, used to attach the headpost to the animal's skull |
Charisma | Heraeus Kulzer | 66000087 | Light-curing composite, used to reinforce the bond of the headpost with the skull |
Araldit Cristal | Ceys | 2-component expoxy, used to further secure the attachment of the tungsten electrode to the glass multibarrel pipette | |
Heating blanket | Cibertec | RTC1 | |
Stereotactic frame | Narishige | SR-6N | Modified for mice |
Microiontophoretic device | Harvard Apparatus LTD | Neurophore BH-2 | Including IP-2 iontophoresis pumps (one for each drug delivery channel) and a balance module |
Multibarrel glass pipette puller | Narishige | Model PE-21 | |
LED lamp | Technoflux | CV-215 | 5 W, 430-485 nm |
MicroFil | World Precision Instruments | MF34G-5 | Flexible plastic needle, 34 AWG |
Imalgene | Merial | Ketamine, 100 mg/mL | |
Rompun | Bayer | Xylazine, 20 mg/mL | |
Gabazine / SR-95531 | Sigma | S106 | Prepare ~ 1000µl of 20 mM gabazine in distilled water and adjust the pH to 4 |