Summary

Die Verkalkung der glatten Gefäßmuskelzellen und Imaging von Aortic Kalzifizierung und Entzündung

Published: May 31, 2016
doi:

Summary

Vascular calcification is an important predictor of and contributor to human cardiovascular disease. This protocol describes methods for inducing calcification of cultured primary vascular smooth muscle cells and for quantifying calcification and macrophage burden in animal aortas using near-infrared fluorescence imaging.

Abstract

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world. Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and calcification, develop in the coronary arteries, aortic valve, aorta, and peripheral conduit arteries and are the hallmark of cardiovascular disease. In humans, imaging with computed tomography allows for the quantification of vascular calcification; the presence of vascular calcification is a strong predictor of future cardiovascular events. Development of novel therapies in cardiovascular disease relies critically on improving our understanding of the underlying molecular mechanisms of atherosclerosis. Advancing our knowledge of atherosclerotic mechanisms relies on murine and cell-based models. Here, a method for imaging aortic calcification and macrophage infiltration using two spectrally distinct near-infrared fluorescent imaging probes is detailed. Near-infrared fluorescent imaging allows for the ex vivo quantification of calcification and macrophage accumulation in the entire aorta and can be used to further our understanding of the mechanistic relationship between inflammation and calcification in atherosclerosis. Additionally, a method for isolating and culturing animal aortic vascular smooth muscle cells and a protocol for inducing calcification in cultured smooth muscle cells from either murine aortas or from human coronary arteries is described. This in vitro method of modeling vascular calcification can be used to identify and characterize the signaling pathways likely important for the development of vascular disease, in the hopes of discovering novel targets for therapy.

Introduction

Kardiovaskuläre Erkrankungen sind die häufigste Ursache für Morbidität und Mortalität in der Welt, einschließlich der Vereinigten Staaten , wo es mehr als 780.000 Todesfälle entfallen jährlich. 1 Koronargefäßverkalkung und Aortaverkalkung sind Markenzeichen von atherosklerotischen Erkrankungen und dienen als starke Prädiktoren für kardiovaskuläre Ereignisse. 2- Intima – Verkalkung, im Zusammenhang mit Atherosklerose und medial (auch bekannt als Mönckeberg) Verkalkung, im Zusammenhang mit chronischer Nierenerkrankung und Diabetes 5 intimale Verkalkung tritt bei der Festlegung der Lipidakkumulation und Makrophagen. 4 Zwei Arten von Gefäßverkalkungen wurden bei Erwachsenen berichtet Infiltration in die Gefäßwand. 5,6 Medial Wand Verkalkung erfolgt unabhängig von Intima Verkalkung, lokalisiert zu Elastinfasern oder glatte Muskelzellen, und ist nicht mit Lipidablagerung oder Makrophagen – Infiltration verbunden. 5,7,8 Untersuchungen über die molekularen Mechanismen derGefäßverkalkung haben auf zellbasierten und Tiermodellsysteme verlassen. Nagermodelle für atherocalcific Krankheit gehören Mäuse einen Mangel an entweder Apolipoprotein E (ApoE) 9,10 oder Low-Density – Lipoprotein – Rezeptor (LDLR) 11 zugeführt , eine fettreiche Diät, während Modelle für mediale Verkalkung gehören Mäuse mit Matrix – Gla – Protein (MGP) -Mangel 12 oder Ratten , die Urämie entweder in der Nähe von insgesamt Nephrektomie (die 5/6. Nephrektomie – Modell) oder durch Bestrahlen mit einem High-Adenin – Diät zu entwickeln. 13

Hier wird das Modell der medialen Gefäßverkalkung im Zusammenhang mit MGP Mangel konzentriert sich auf. MGP ist ein extrazelluläres Protein , das Arterienverkalkung hemmt. 12 Mutationen im MGP – Gens in Keutel Syndrom, eine seltene Krankheit beim Menschen gekennzeichnet durch diffuse Knorpelverkalkung neben brachytelephalangy, Hörverlust und periphere Pulmonalstenose identifiziert worden. 14-18 Obwohl nicht oft beobachtet, 19konzentrischer Verkalkungs mehrerer Arterien wurde in Keutel Syndrom beschrieben. 20 Gemeinsame Polymorphismen im menschlichen MGP – Gens sind mit einem erhöhten Risiko für koronare Arterienverkalkung zugeordnet, 21-23 während höhere Blutspiegel von nicht – carboxyliertem, biologisch inaktive MGP kardiovaskuläre Mortalität vorherzusagen. 24 Im Gegensatz zum Menschen mit Keutel Syndrom, MGP-defiziente Mäuse eine schwere vaskuläre Phänotyp bei zwei Wochen alte spontan weit verbreitet , bestehend aus Startarterienverkalkung entwickeln und 6-8 Wochen nach der Geburt aufgrund Aortenruptur sterben. 12

Im Gegensatz zu ApoE – / – und LDLR – / – Mäuse gefüttert eine fettreiche Diät, die mit zugehörigen Makrophagen-induzierte Entzündung der Intima Gefäßverkalkung entwickeln, MGP – / -. Mäuse in Abwesenheit von Makrophagen – Infiltration medial Gefäßverkalkung entwickeln 11,25 Obwohl diese Ergebnisse legen nahe, verschiedene zugrunde liegende Reize für intimal und mediale Verkalkung ist es eine Überlappung in den Signalisierungsmechanismen , die beide Formen der Verkalkung vermitteln. 26 Multiple Signalwege identifiziert wurden, die zu Gefäßverkalkung einschließlich entzündlicher Mediatoren, wie Tumornekrosefaktor-α und IL-1 und pro-osteogenen Faktoren tragen Diese signal~~POS=TRUNC erhöhen die Expression der Transkriptionsfaktoren , wie beispielsweise Notch, Wnt und bone morphogenetic protein (BMP) signalisiert. 27,28 runt bezogenen Transkriptionsfaktor 2 (Runx2) und osterix, die wiederum die Expression von Knochen-verwandte Proteine ​​erhöhen ( . zB Osteocalcin, Sclerostin und alkalische Phosphatase) in den Gefäßen , die Verkalkung vermitteln 28-30 Wir und andere haben gezeigt , dass die Gefäßverkalkung in ApoE beobachtet – / – und LDLR – / – Mäuse eine fettreiche Ernährung und die spontane gefüttert Gefäß beobachtet Verkalkung in MGP – / – Mäuse hängen alle von Knochen – morphogenetischen Protein (BMP) signaling, und es ist dieser Weg, der hier konzentriert. 11,25,31 BMPs sind potente osteogenen Faktoren für die Knochenbildung erforderlich ist, und sind dafür bekannt , eine erhöhte Expression in humanen Atherosklerose zu zeigen. 32-34 In vitro Studien haben impliziert BMP – Signalgebung bei der Regulierung die Expression von osteogenen Faktoren wie Runx2. 35-37 Überexpression des BMP – Liganden, BMP-2, beschleunigt die Entwicklung von Gefäßverkalkung in ApoE-defiziente Mäuse eine fettreiche Diät gefüttert. 38 darüber hinaus die Verwendung von spezifischen BMP – signal~~POS=TRUNC Inhibitoren, als LDN-193189 (LDN) 39,40 und / oder ALK3-Fc verhindert die Entwicklung von Gefäßverkalkungen in beiden LDLR – / – Mäuse eine fettreiche Ernährung und MGP-defizienten Mäusen gefüttert 11,25.

Vaskulären glatten Muskelzellen (VSMCs) bei der Entwicklung von Gefäßverkalkung eine kritische Rolle spielen. 30,41,42 der medialen Gefäßverkalkung , die in MGP-defizienten Mäusen entwickelt ist Eigenschaftedurch eine transdifferentiation von VSMCs zu einem osteogenen Phänotyp gekennzeichnet. Der Verlust der MGP führt zu einer verminderten Expression von VSMC Markern einschließlich myocardin und alpha Glattmuskelaktin, mit einer damit einhergehenden Anstieg der osteogenen Marker wie Runx2 und Osteopontin. Diese Veränderungen stimmen mit der Entwicklung von Gefäßverkalkung. 25,43,44

Aorten – Verkalkung und Entzündung bei Mäusen typischerweise beurteilt werden für frühe Verkalkung histochemischen Techniken wie alkalische Phosphatase – Aktivität unter Verwendung von und die osteogene Aktivität, von Kossa und Alizarin – Rot – Färbung für späte Verkalkung, und immunhistochemische Protokolle , die Makrophagen – Proteinmarker Ziel (z. B. CD68, F4 / 80, Mac-1, Mac-2, Mac-3). 9,45 jedoch erfordern diese Standard – Bildgebungstechniken Verarbeitung von Aorten Gewebe in Querschnitten, die zeitaufwendig und unvollständig aufgrund Probenahme Vorspannung und sind begrenzt in ihrer Fähigkeit, Entzündung und calcificat zu quantifizierenIons in der gesamten Aorta. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Visualisierung und ganzen Aorten und mittleren Arterienverkalkung und Makrophagen – Akkumulation quantifizieren Verwendung Nah-Infrarot – Fluoreszenz (NIR) molekulare Bildgebung ex vivo. Auch ein Verfahren zur Gewinnung und Kultivierung von primären Aorten VSMCs von Mäusen zur Verfügung gestellt ist und die Induktion der Verkalkung von murinen und humanen VSMCs in vitro , um die zugrunde liegenden molekularen Mechanismen Gefäßverkalkung zu bestimmen. Diese Techniken bieten die Ermittler mit in vivo und in vitro – Methoden für atherocalcific Krankheit zu studieren.

Protocol

Alle Studien mit Mäusen wurden in strikter Übereinstimmung mit den Empfehlungen im Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health durchgeführt. Gehäuse und alle Verfahren an Mäusen in dieser Studie beschrieben wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Komitees vom Massachusetts General Hospital (Unterausschuss für Forschung Animal Care) zugelassen. Alle Verfahren wurden mit Sorgfalt durchgeführt Leiden zu minimieren. 1. Vorbereitu…

Representative Results

Aortic Kalzifizierung in MGP – / – und Wildtyp – Mäusen wurde unter Verwendung von Imaging von Calcium NIR Fluoreszenz gemessen. Kein Calcium NIR – Signal wurde in den Aorten von Wildtyp – Mäusen, was das Fehlen von Verkalkungen (Abbildung 2) nachgewiesen. Ein starkes Kalzium NIR-Signal wurde in den Aorten von MGP-defizienten Mäusen nachgewiesen, die mit fortgeschrittenen Gefäßverkalkung im Einklang steht. Gewebeschnitte von Aorten von Wildtyp und MGP <su…

Discussion

Arterienverkalkung ist ein wichtiger Risikofaktor für kardiovaskuläre Erkrankungen bei Menschen und kann direkt an der Pathogenese von kardiovaskulären Ereignissen beitragen. 1,5,52 Intimale Kalkablagerung in den dünnen faserigen Kappen von atherosklerotischen Erkrankungen vorgeschlagen lokalen biomechanischen Stress zu erhöhen und dazu beitragen, Plaque – Bruch. 53,54 Medial Verkalkung Auswirkungen der klinischen Ergebnisse durch arterielle Steifigkeit zu erhöhen, was Herzhypertrophie induzi…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by the Sarnoff Cardiovascular Research Foundation (MFB and TET), the Howard Hughes Medical Institute (TM), the Ladue Memorial Fellowship Award from Harvard Medical School (DKR), the START-Program of the Faculty of Medicine at RWTH Aachen (MD), the German Research Foundation (DE 1685/1-1, MD), the National Eye Institute (R01EY022746, ESB), the Leducq Foundation (Multidisciplinary Program to Elucidate the Role of Bone Morphogenetic Protein Signaling in the Pathogenesis of Pulmonary and Systemic Vascular Diseases, PBY, KDB, and DBB), the National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases (R01AR057374, PBY), the National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (R01DK082971, KDB and DBB), the American Heart Association Fellow-to-Faculty Award #11FTF7290032 (RM), and the National Heart, Lung, and Blood Institute (R01HL114805 and R01HL109506, EA; K08HL111210, RM).

Materials

15 ml conical tube Falcon 352096
30 G needle BD 305106
Alpha smooth muscle actin antibody Sigma SAB2500963
Chamber slide Nunc Lab-Tek 154461
Collagenase, Type 2  Worthington LS004176
Dexamethasone Sigma D4902
Dulbecco's Modified Eagle Medium Life Technologies 11965-084
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline, no calcium Gibco 14190-144
Elastase Sigma E1250
Fetal bovine serum Gibco 16000-044
Forceps, fine point Roboz RS-4972
Forceps, full curve serrated Roboz RS-5138
Formalin (10%) Electron Microscopy Sciences 15740
Hank's Balanced Salt Solution Gibco 14025-092
Human coronary artery smooth muscle cells PromoCell C-12511
Insulin syringe with needle Terumo SS30M2913
L-ascorbic acid Sigma A-7506
Micro-dissecting spring scissors (13mm) Roboz RS-5676
Micro-dissecting spring scissors (3mm) Roboz RS-5610
NIR, cathepsin (ProSense-750EX) Perkin Elmer NEV10001EX
NIR, osteogenic (OsteoSense-680EX) Perkin Elmer NEV10020EX
Normal Saline Hospira 0409-4888-10
Nuclear fast red Sigma-Aldrich N3020
Odyssey Imaging System Li-Cor Odyssey 3.0
Penicillin/Streptomycin Corning 30-001-CI
Silver nitrate (5%) Ricca Chemical Company 6828-16
Sodium phosphate dibasic heptahydrate Sigma-Aldrich S-9390
Sodium thiosulfate Sigma S-1648
ß-glycerophosphate disodium salt hydrate Sigma G9422
Tissue culture flask, 25 cm2 Falcon 353108
Tissue culture plate (35mm x 10mm) Falcon 353001
Tissue culture plate, six-well Falcon 353046
Trypsin Corning 25-053-CI
Tube rodent holder Kent Scientific RSTR551
Vacuum-driven filtration system Millipore SCGP00525

References

  1. Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics–2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).
  2. Wilson, P. W., et al. Abdominal aortic calcific deposits are an important predictor of vascular morbidity and mortality. Circulation. 103 (11), 1529-1534 (2001).
  3. Budoff, M. J., et al. Assessment of coronary artery disease by cardiac computed tomography: a scientific statement from the American Heart Association on Committee on Cardiovascular Imaging and Intervention, Council on Cardiovascular Radiology and Intervention, and Committee on Cardiac Imaging, Council on Clinical Cardiology. Circulation. 114 (16), 1761-1791 (2006).
  4. Greenland, P., LaBree, L., Azen, S. P., Doherty, T. M., Detrano, R. C. Coronary artery calcium score combined with Framingham score for risk prediction in asymptomatic individuals. Jama. 291 (2), 210-215 (2004).
  5. Otsuka, F., Sakakura, K., Yahagi, K., Joner, M., Virmani, R. Has our understanding of calcification in human coronary atherosclerosis progressed?. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34 (4), 724-736 (2014).
  6. Virmani, R., Burke, A. P., Farb, A., Kolodgie, F. D. Pathology of the vulnerable plaque. J Am Coll Cardiol. 47 (8 Suppl), C13-C18 (2006).
  7. Amann, K. Media calcification and intima calcification are distinct entities in chronic kidney disease. Clin J Am Soc Nephrol. 3 (6), 1599-1605 (2008).
  8. Aikawa, E., et al. Arterial and aortic valve calcification abolished by elastolytic cathepsin S deficiency in chronic renal disease. Circulation. 119 (13), 1785-1794 (2009).
  9. Aikawa, E., et al. Osteogenesis associates with inflammation in early-stage atherosclerosis evaluated by molecular imaging in vivo. Circulation. 116 (24), 2841-2850 (2007).
  10. Qiao, J. H., et al. Pathology of atheromatous lesions in inbred and genetically engineered mice. Genetic determination of arterial calcification. Arterioscler Thromb. 14 (9), 1480-1497 (1994).
  11. Derwall, M., et al. Inhibition of bone morphogenetic protein signaling reduces vascular calcification and atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 32 (3), 613-622 (2012).
  12. Luo, G., et al. Spontaneous calcification of arteries and cartilage in mice lacking matrix GLA protein. Nature. 386 (6620), 78-81 (1997).
  13. Shobeiri, N., Adams, M. A., Holden, R. M. Vascular calcification in animal models of CKD: A review. Am J Nephrol. 31 (6), 471-481 (2010).
  14. Keutel, J., Jorgensen, G., Gabriel, P. [A new autosomal-recessive hereditary syndrome. Multiple peripheral pulmonary stenosis, brachytelephalangia, inner-ear deafness, ossification or calcification of cartilages]. Dtsch Med Wochenschr. 96 (43), 1676-1681 (1971).
  15. Munroe, P. B., et al. Mutations in the gene encoding the human matrix Gla protein cause Keutel syndrome. Nat Genet. 21 (1), 142-144 (1999).
  16. Cormode, E. J., Dawson, M., Lowry, R. B. Keutel syndrome: clinical report and literature review. Am J Med Genet. 24 (2), 289-294 (1986).
  17. Fryns, J. P., van Fleteren, A., Mattelaer, P., van den Berghe, H. Calcification of cartilages, brachytelephalangy and peripheral pulmonary stenosis. Confirmation of the Keutel syndrome. Eur J Pediatr. 142 (3), 201-203 (1984).
  18. Ozdemir, N., et al. Tracheobronchial calcification associated with Keutel syndrome. Turk J Pediatr. 48 (4), 357-361 (2006).
  19. Cranenburg, E. C., et al. Circulating matrix gamma-carboxyglutamate protein (MGP) species are refractory to vitamin K treatment in a new case of Keutel syndrome. J Thromb Haemost. 9 (6), 1225-1235 (2011).
  20. Meier, M., Weng, L. P., Alexandrakis, E., Ruschoff, J., Goeckenjan, G. Tracheobronchial stenosis in Keutel syndrome. Eur Respir J. 17 (3), 566-569 (2001).
  21. Wang, Y., et al. Common genetic variants of MGP are associated with calcification on the arterial wall but not with calcification present in the atherosclerotic plaques. Circ Cardiovasc Genet. 6 (3), 271-278 (2013).
  22. Cassidy-Bushrow, A. E., et al. Matrix gla protein gene polymorphism is associated with increased coronary artery calcification progression. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (3), 645-651 (2013).
  23. Crosier, M. D., et al. Matrix Gla protein polymorphisms are associated with coronary artery calcification in men. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo). 55 (1), 59-65 (2009).
  24. Liu, Y. P., et al. Inactive matrix Gla protein is causally related to adverse health outcomes: a Mendelian randomization study in a Flemish population. Hypertension. 65 (2), 463-470 (2015).
  25. Malhotra, R., et al. Inhibition of bone morphogenetic protein signal transduction prevents the medial vascular calcification associated with matrix Gla protein deficiency. PLoS One. 10 (1), e0117098 (2015).
  26. Demer, L. L., Tintut, Y. Inflammatory, metabolic, and genetic mechanisms of vascular calcification. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34 (4), 715-723 (2014).
  27. Rusanescu, G., Weissleder, R., Aikawa, E. Notch signaling in cardiovascular disease and calcification. Curr Cardiol Rev. 4 (3), 148-156 (2008).
  28. Leopold, J. A. Vascular calcification: Mechanisms of vascular smooth muscle cell calcification. Trends Cardiovasc Med. 25 (4), 267-274 (2015).
  29. Bostrom, K. I., Rajamannan, N. M., Towler, D. A. The regulation of valvular and vascular sclerosis by osteogenic morphogens. Circ Res. 109 (5), 564-577 (2011).
  30. Hruska, K. A., Mathew, S., Saab, G. Bone morphogenetic proteins in vascular calcification. Circ Res. 97 (2), 105-114 (2005).
  31. Yao, Y., et al. Inhibition of bone morphogenetic proteins protects against atherosclerosis and vascular calcification. Circ Res. 107 (4), 485-494 (2010).
  32. Bostrom, K., et al. Bone morphogenetic protein expression in human atherosclerotic lesions. J Clin Invest. 91 (4), 1800-1809 (1993).
  33. Bragdon, B., et al. Bone morphogenetic proteins: a critical review. Cell Signal. 23 (4), 609-620 (2011).
  34. Cai, J., Pardali, E., Sanchez-Duffhues, G., ten Dijke, P. BMP signaling in vascular diseases. FEBS Lett. 586 (14), 1993-2002 (2012).
  35. Lee, K. S., et al. Runx2 is a common target of transforming growth factor beta1 and bone morphogenetic protein 2, and cooperation between Runx2 and Smad5 induces osteoblast-specific gene expression in the pluripotent mesenchymal precursor cell line C2C12. Mol Cell Biol. 20 (23), 8783-8792 (2000).
  36. Matsubara, T., et al. BMP2 regulates Osterix through Msx2 and Runx2 during osteoblast differentiation. J Biol Chem. 283 (43), 29119-29125 (2008).
  37. Li, X., Yang, H. Y., Giachelli, C. M. BMP-2 promotes phosphate uptake, phenotypic modulation, and calcification of human vascular smooth muscle cells. Atherosclerosis. 199 (2), 271-277 (2008).
  38. Nakagawa, Y., et al. Paracrine osteogenic signals via bone morphogenetic protein-2 accelerate the atherosclerotic intimal calcification in vivo. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 30 (10), 1908-1915 (2010).
  39. Cuny, G. D., et al. Structure-activity relationship study of bone morphogenetic protein (BMP) signaling inhibitors. Bioorg Med Chem Lett. 18 (15), 4388-4392 (2008).
  40. Yu, P. B., et al. BMP type I receptor inhibition reduces heterotopic ossification. Nat Med. 14 (12), 1363-1369 (2008).
  41. Schurgers, L. J., Uitto, J., Reutelingsperger, C. P. Vitamin K-dependent carboxylation of matrix Gla-protein: a crucial switch to control ectopic mineralization. Trends Mol Med. 19 (4), 217-226 (2013).
  42. Speer, M. Y., et al. Smooth muscle cells give rise to osteochondrogenic precursors and chondrocytes in calcifying arteries. Circ Res. 104 (6), 733-741 (2009).
  43. Speer, M. Y., Li, X., Hiremath, P. G., Giachelli, C. M. Runx2/Cbfa1 but not loss of myocardin, is required for smooth muscle cell lineage reprogramming toward osteochondrogenesis. J Cell Biochem. 110 (4), 935-947 (2010).
  44. Steitz, S. A., et al. Smooth muscle cell phenotypic transition associated with calcification: upregulation of Cbfa1 and downregulation of smooth muscle lineage markers. Circ Res. 89 (12), 1147-1154 (2001).
  45. Inoue, T., Plieth, D., Venkov, C. D., Xu, C., Neilson, E. G. Antibodies against macrophages that overlap in specificity with fibroblasts. Kidney Int. 67 (6), 2488-2493 (2005).
  46. Zaheer, A., et al. In vivo near-infrared fluorescence imaging of osteoblastic activity. Nat Biotechnol. 19 (12), 1148-1154 (2001).
  47. Aikawa, E., et al. Multimodality molecular imaging identifies proteolytic and osteogenic activities in early aortic valve disease. Circulation. 115 (3), 377-386 (2007).
  48. Lee, K. J., Czech, L., Waypa, G. B., Farrow, K. N. Isolation of pulmonary artery smooth muscle cells from neonatal mice. J Vis Exp. (80), e50889 (2013).
  49. Tang, Y., Herr, G., Johnson, W., Resnik, E., Aho, J. Induction and analysis of epithelial to mesenchymal transition. J Vis Exp. (78), (2013).
  50. Puchtler, H., Meloan, S. N. Demonstration of phosphates in calcium deposits: a modification of von Kossa’s reaction. Histochemistry. 56 (3-4), 177-185 (1978).
  51. Krahn, K. N., Bouten, C. V., van Tuijl, S., van Zandvoort, M. A., Merkx, M. Fluorescently labeled collagen binding proteins allow specific visualization of collagen in tissues and live cell culture. Anal Biochem. 350 (2), 177-185 (2006).
  52. Johnson, R. C., Leopold, J. A., Loscalzo, J. Vascular calcification: pathobiological mechanisms and clinical implications. Circ Res. 99 (10), 1044-1059 (2006).
  53. Vengrenyuk, Y., et al. A hypothesis for vulnerable plaque rupture due to stress-induced debonding around cellular microcalcifications in thin fibrous caps. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (40), 14678-14683 (2006).
  54. Maldonado, N., et al. A mechanistic analysis of the role of microcalcifications in atherosclerotic plaque stability: potential implications for plaque rupture. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (5), H619-H628 (2012).
  55. Toussaint, N. D., Kerr, P. G. Vascular calcification and arterial stiffness in chronic kidney disease: implications and management. Nephrology (Carlton). 12 (5), 500-509 (2007).
  56. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. J Nucl Med Technol. 39 (4), 264-270 (2011).
  57. Smith, J. G., et al. Association of low-density lipoprotein cholesterol-related genetic variants with aortic valve calcium and incident aortic stenosis. Jama. 312 (17), 1764-1771 (2014).
  58. Thanassoulis, G., et al. Genetic associations with valvular calcification and aortic stenosis. N Engl J Med. 368 (6), 503-512 (2013).
  59. Otto, C. M., Kuusisto, J., Reichenbach, D. D., Gown, A. M., O’Brien, K. D. Characterization of the early lesion of ‘degenerative’ valvular aortic stenosis. Histological and immunohistochemical studies. Circulation. 90 (2), 844-853 (1994).
  60. New, S. E., Aikawa, E. Molecular imaging insights into early inflammatory stages of arterial and aortic valve calcification. Circ Res. 108 (11), 1381-1391 (2011).
  61. Jaffer, F. A., Libby, P., Weissleder, R. Optical and multimodality molecular imaging: insights into atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 29 (7), 1017-1024 (2009).
  62. Stern, P. H. Antiresorptive agents and osteoclast apoptosis. J Cell Biochem. 101 (5), 1087-1096 (2007).
  63. Ray, J. L., Leach, R., Herbert, J. M., Benson, M. Isolation of vascular smooth muscle cells from a single murine aorta. Methods Cell Sci. 23 (4), 185-188 (2001).
  64. Chamley-Campbell, J., Campbell, G. R., Ross, R. The smooth muscle cell in culture. Physiol Rev. 59 (1), 1-61 (1979).
  65. Trion, A., Schutte-Bart, C., Bax, W. H., Jukema, J. W., van der Laarse, A. Modulation of calcification of vascular smooth muscle cells in culture by calcium antagonists, statins, and their combination. Mol Cell Biochem. 308 (1-2), 25-33 (2008).
  66. Mori, K., Shioi, A., Jono, S., Nishizawa, Y., Morii, H. Dexamethasone enhances In vitro vascular calcification by promoting osteoblastic differentiation of vascular smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 19 (9), 2112-2118 (1999).
  67. Thyberg, J. Differentiated properties and proliferation of arterial smooth muscle cells in culture. Int Rev Cytol. 169, 183-265 (1996).
  68. Dinardo, C. L., et al. Vascular smooth muscle cells exhibit a progressive loss of rigidity with serial culture passaging. Biorheology. 49 (5-6), 365-373 (2012).
  69. Metz, R. P., Patterson, J. L., Wilson, E. Vascular smooth muscle cells: isolation, culture, and characterization. Methods Mol Biol. 843, 169-176 (2012).
  70. Proudfoot, D., Shanahan, C. Human vascular smooth muscle cell culture. Methods Mol Biol. 806, 251-263 (2012).
  71. Hruska, K. A. Vascular smooth muscle cells in the pathogenesis of vascular calcification. Circ Res. 104 (6), 710-711 (2009).
check_url/fr/54017?article_type=t

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Citer Cet Article
O’Rourke, C., Shelton, G., Hutcheson, J. D., Burke, M. F., Martyn, T., Thayer, T. E., Shakartzi, H. R., Buswell, M. D., Tainsh, R. E., Yu, B., Bagchi, A., Rhee, D. K., Wu, C., Derwall, M., Buys, E. S., Yu, P. B., Bloch, K. D., Aikawa, E., Bloch, D. B., Malhotra, R. Calcification of Vascular Smooth Muscle Cells and Imaging of Aortic Calcification and Inflammation. J. Vis. Exp. (111), e54017, doi:10.3791/54017 (2016).

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