Summary

Ekkokardiografiske tilnærminger og protokoller for omfattende Fenotypisk Karakterisering av hjerteklaffsykdom i Mus

Published: February 14, 2017
doi:

Summary

This protocol provides a detailed description of the echocardiographic approach for comprehensive phenotyping of heart and heart valve function in mice.

Abstract

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in rodents, with detailed descriptions of the appropriate methods for anesthesia, the echocardiographic windows used, the imaging planes and probe orientations for image acquisition, the methods for data analysis, and the limitations of emerging technologies for the evaluation of cardiac and valvular function. Importantly, we also highlight several future areas of research in cardiac and heart valve imaging that may be leveraged to gain insights into the pathogenesis of valve disease in preclinical animal models. We propose that using a systematic approach to evaluating cardiac and heart valve function in mice can result in more robust and reproducible data, as well as facilitate the discovery of previously underappreciated phenotypes in genetically-altered and/or physiologically-stressed mice.

Introduction

Aldring er assosiert med en progressiv økning i hjerte- forkalkning en. Hemodynamisk signifikant aortaklaffen stenose rammer 3% av befolkningen over 65 år to, og pasienter med moderate aortaklaffen stenose (topphastighet på 3-4 m / s) har en 5 år overlevelse på mindre enn 40% 3. For tiden er det ingen effektiv behandling for å bremse utviklingen av aortaventilen forkalkning, og kirurgisk pulsåreklappen erstatning er den eneste tilgjengelige behandling av avansert aorta stenosis 4.

Studier som tar sikte på å få en dypere forståelse av mekanismene som bidrar til initiering og progresjon av aortaklaffen forkalkning er en viktig første skritt i går mot farmakologiske og ikke-kirurgiske metoder for å håndtere aortaklaffen stenose 5, 6. genetiskely-endret mus har spilt en viktig rolle i utviklingen av vår forståelse av mekanismene som bidrar til en rekke sykdommer og nå kommer i forkant av mekanistiske studier som tar sikte på å forstå biologien til aortaklaffen stenose 6, 7, 8. I motsetning til andre kardiovaskulære sykdommer slik som aterosklerose og hjertesvikt-, hvor standardprotokoller for evaluering av vaskulær og ventrikulær funksjon er for det meste godt etablerte-er det unike utfordringer knyttet til in vivo fenotyping av hjerteventilfunksjonen hos mus. Mens nyere vurderinger har gitt grundige diskusjoner om fordeler og ulemper for mange bildebehandling og invasive modaliteter brukes til å vurdere ventil funksjon hos gnagere 9, 10, 11, til dags dato, er vi ikke klar over en publikasjon som gir en omfattende, trinn-for-trinn-protokollen for fenotyping hjerte ventil funksjon i mus.

Hensikten med dette manuskriptet er å beskrive de metoder og protokoller for å fenotype hjerteventilfunksjonen hos mus. Alle metoder og prosedyrer har blitt godkjent av Mayo Clinic Institutional Animal Care og bruk komité. Viktige komponenter i denne protokollen omfatter anestesidybden, evaluering av hjertefunksjon, og evalueringen av hjerteklaffen funksjon. Vi håper denne rapporten vil ikke bare tjene til å veilede etterforskerne interessert i å forfølge forskning innen hjerteklaffsykdommer, men vil også starte en nasjonal og internasjonal dialog knyttet til protokollen standardisering for å sikre data reproduserbarhet og validitet i dette raskt voksende feltet. Viktigere, vellykket avbildning ved hjelp høyoppløselige ultralydsystemer krever en fungerende kunnskap om prinsippene for sonography (og terminologi som vanligvis brukes i sonography), en forståelse av de grunnleggende principles av hjertefysiologi, og betydelig erfaring med sonography å tillate nøyaktig og tidseffektive vurdering av hjertefunksjon hos gnagere.

Protocol

1. Forbered Materialer og utstyr (Tabell 1 og figur 1) Slå på ultralyd maskin. Skriv inn dyret ID, dato og tid (for serie bildebehandling eksperimenter) og annen relevant informasjon. Bruk en høyfrekvent ultralyd transducer, 40 MHz for bildebehandling mus mindre enn ~ 20 g eller 30 MHz for mus større enn ~ 20 g. Koble plattformen til elektrokardiogram (EKG) overvåke EKG gating av bildebehandling for enkelte modaliteter. MERK: Kritisk, dette gjør det også mulig for den øyebli…

Representative Results

Eksempler på bilder som er rutinemessig innhentet fra dyr hjerteultralydavbildning er inkludert i dette manuskriptet. En illustrasjon av transduser plassering på dyrets bryst er anordnet for å gi leseren en klar forståelse av hvor transduseren er posisjonert for å oppnå de bildene som beskrevet. Et fotografi av ultralyd laboratorium set-up er også inkludert for å understreke viktigheten av riktig utstyr, særlig ultralyd transducer som skal brukes og metoden for anestesi. 2D / B-…

Discussion

Induksjon av anestesi

Riktig induksjon og opprettholdelse av anestesi er kritisk for nøyaktig vurdering av forandringer i hjerteklaffen og hjertefunksjon hos mus. Gitt den raske induksjon av anestesi fremkalt av isofluran og den relativt lange utvaskings tiden dette bedøvelse følgende dyp anestesi, bruker vi ikke en frittstående anestesi kammer for induksjon. I stedet, som angitt i detalj ovenfor, er dyr ført direkte til det anestesi kjeglen, noe som gir mulighet for hurti…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by NIH grants HL111121 (JDM) and TR000954 (JDM).

Materials

High resolution ultrasound machine VisualSonics, Fujifilm Vevo 2100 
Isoflurane diffuser (capable of delivering 1 % to 1.5 % isoflurane mixed with 1 L/min 100% O2 VisualSonics, Fujifilm N/A
Transducers for small mice (550D) or larger mice (400) MicroScan, VisualSonics, Fujifilm MS 550D, MS 400
Animal platform VisualSonics, Fujifilm 11503
Advanced physiological monitoring unit VisualSonics, Fujifilm N/A
Isoflurane Terrell NDC 66794-019-10
Nose cone and tubing connected to isoflurane diffuser and 100% O2 Custom Engineered in-house
Hair razor Andis Super AGR+ vet pack clipper AD65340
Ultrasound gel Parker Laboratories REF 01-08
Electrode gel  Parker Laboratories REF 15-25
Adhesive tapes Fisher Laboratories 1590120B
Paper towels

References

  1. Ngo, D. T., et al. Determinants of occurrence of aortic sclerosis in an aging population. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 919-927 (2009).
  2. Nkomo, V. T. Epidemiology and prevention of valvular heart diseases and infective endocarditis in Africa. Heart. 93, 1510-1519 (2007).
  3. Amato, M. C., Moffa, P. J., Werner, K. E., Ramires, J. A. Treatment decision in asymptomatic aortic valve stenosis: role of exercise testing. Heart. 86, 381-386 (2001).
  4. Bonow, R. O., et al. Focused update incorporated into the ACC/AHA 2006 guidelines for the management of patients with valvular heart disease: a report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines (Writing Committee to Revise the 1998 Guidelines for the Management of Patients With Valvular Heart Disease): endorsed by the Society of Cardiovascular Anesthesiologists, Society for Cardiovascular Angiography and Interventions, and Society of Thoracic Surgeons. Circulation. 118, e523-e661 (2008).
  5. Yutzey, K. E., et al. Calcific aortic valve disease: a consensus summary from the Alliance of Investigators on Calcific Aortic Valve Disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34, 2387-2393 (2014).
  6. Rajamannan, N. M. Calcific aortic valve disease: cellular origins of valve calcification. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 2777-2778 (2011).
  7. Weiss, R. M., Miller, J. D., Heistad, D. D. Fibrocalcific aortic valve disease: opportunity to understand disease mechanisms using mouse models. Circ Res. 113, 209-222 (2013).
  8. Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. Int J Inflam. 2011, 364310 (2011).
  9. Miller, J. D., Weiss, R. M., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis: methods, models, and mechanisms. Circ Res. 108, 1392-1412 (2011).
  10. Ram, R., Mickelsen, D. M., Theodoropoulos, C., Blaxall, B. C. New approaches in small animal echocardiography: imaging the sounds of silence. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301, H1765-H1780 (2011).
  11. Moran, A. M., Keane, J. F., Colan, S. D. Influence of pressure and volume load on growth of aortic annulus and left ventricle in patients with critical aortic stenosis. J Am Coll Cardiol. 37, 471a (2001).
  12. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
  13. Baumgartner, H., et al. Echocardiographic assessment of valve stenosis: EAE/ASE recommendations for clinical practice. J Am Soc Echocardiogr. 22, 1-23 (2009).
  14. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16, 233-270 (2015).
  15. Devereux, R. B., Reichek, N. Echocardiographic determination of left ventricular mass in man. Anatomic validation of the method. Circulation. 55, 613-618 (1977).
  16. Ommen, S. R., et al. Clinical utility of Doppler echocardiography and tissue Doppler imaging in the estimation of left ventricular filling pressures: A comparative simultaneous Doppler-catheterization study. Circulation. 102, 1788-1794 (2000).
  17. Tei, C., et al. New index of combined systolic and diastolic myocardial performance: a simple and reproducible measure of cardiac function–a study in normals and dilated cardiomyopathy. J Cardiol. 26, 357-366 (1995).
  18. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. J Am Soc Echocardiogr. 26, 316-323 (2013).
  19. Ishizu, T., et al. Left ventricular strain and transmural distribution of structural remodeling in hypertensive heart disease. Hypertension. 63, 500-506 (2014).
  20. Yamada, S., et al. Induced pluripotent stem cell intervention rescues ventricular wall motion disparity, achieving biological cardiac resynchronization post-infarction. J Physiol. 591, 4335-4349 (2013).
  21. Andrews, T. G., Lindsey, M. L., Lange, R. A., Aune, G. J. Cardiac Assessment in Pediatric Mice: Strain Analysis as a Diagnostic Measurement. Echocardiography. 31, 375-384 (2014).
  22. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 14, 765-773 (2013).
  23. Fine, N. M., et al. Left and right ventricular strain and strain rate measurement in normal adults using velocity vector imaging: an assessment of reference values and intersystem agreement. Int J Cardiovasc Imaging. 29, 571-580 (2013).
  24. Pernot, M., Fujikura, K., Fung-Kee-Fung, S. D., Konofagou, E. E. ECG-gated, mechanical and electromechanical wave imaging of cardiovascular tissues in vivo. Ultrasound Med Biol. 33, 1075-1085 (2007).
  25. Liu, J. H., Jeng, G. S., Wu, T. K., Li, P. C. ECG triggering and gating for ultrasonic small animal imaging. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 53, 1590-1596 (2006).
  26. Monin, J. L., et al. Low-gradient aortic stenosis: operative risk stratification and predictors for long-term outcome: a multicenter study using dobutamine stress hemodynamics. Circulation. , 319-324 (2003).

Play Video

Citer Cet Article
Casaclang-Verzosa, G., Enriquez-Sarano, M., Villaraga, H. R., Miller, J. D. Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice. J. Vis. Exp. (120), e54110, doi:10.3791/54110 (2017).

View Video