Summary

Nefrotoxische substantie Micro-injectie in zebravis tot acuut nierfalen Model

Published: July 17, 2016
doi:

Summary

Renal verwondingen opgelopen van nephrotoxins, die drugs, variërend van antibiotica tot chemotherapeutica omvatten, kan leiden tot complexe aandoeningen waarvan de pathogenese blijft onvolledig begrepen. Dit protocol laat zien hoe zebravis kan worden gebruikt voor ziektemodel van deze aandoeningen, die kunnen worden toegepast voor het identificeren van renoprotectieve maatregelen.

Abstract

De nieren zijn gevoelig voor schade door blootstelling aan chemische stoffen ze filteren uit de bloedstroom. Dit kan leiden tot orgaanschade tot een snelle afname van de nierfunctie en de ontwikkeling van klinisch syndroom genoemd acuut nierfalen (AKI). Farmacologische middelen gebruikt medische omstandigheden variërend van bacteriële infectie kanker te behandelen wanneer afzonderlijk toegediend of in combinatie met andere geneesmiddelen, kunnen AKI initiëren. Zebravis een bruikbaar diermodel om chemische effecten op de nierfunctie te bestuderen in vivo, aangezien zij een embryonale nier bestaat uit nefron functionele eenheden die zijn geconserveerd met hogere gewervelde dieren, waaronder mensen. Verder kunnen zebravissen worden toegepast voor genetische en chemische schermen, die mogelijkheden om de cellulaire en moleculaire aspecten van AKI helderen en therapeutische strategieën zoals het identificeren van moleculen nefroprotectief ontwikkelen verschaffen voeren. Hier laten we zien hoe micro-injectie in dezebravisembryo kan worden gebruikt als een paradigma voor nefrotoxische substantie studies.

Introduction

AKI is een abrupt verlies van nierfunctie die kunnen leiden tot verwoestende gevolgen voor de gezondheid 1. AKI is een belangrijke kwestie in de gezondheidszorg over de hele wereld vanwege de hoge incidentie van ongeveer 20% bij gehospitaliseerde patiënten, met een nog hogere percentages van 30-50% in intensive care gevallen en ouderen, en sterftecijfers van 50-70% 1-3. Helaas is de prevalentie van AKI is toegenomen en zal naar verwachting verder escaleren de komende tien jaar, mede als gevolg van de diversiteit van de factoren die de AKI kan induceren, die post-operatieve stress, ischemie, en de blootstelling aan nephrotoxins zoals antibiotica en omvatten chemotherapeutica 4.

AKI gaat plotselinge cellulaire schade in de nier, voorkomende in nefronen, die de wezenlijke functionele elementen zijn en bestaan ​​uit een bloedfilter en een gesegmenteerde tubulus die uitmondt in urine centrale verzamelbuizen 1. Wanneer een significant aantal nefronenbeschadigd tijdens AKI, de onmiddellijke gevolgen zijn onder andere een onderbreking in de klaring van afval uit de circulatie en verminderd of afgeschaft vloeistofstroom door nefronen wegens obstructie van dode en stervende cellen 1. Na verloop van tijd kan buisvormige obstructie leiden tot degeneratie van de gehele nefronen, die permanent vermindert de nierfunctie 1. Fysiologische veranderingen in de nier na AKI omvatten ook complexe inflammatoire gebeurtenissen die kunnen leiden tot chronische littekenvorming 1.

Ondanks deze resultaten, hebben een aantal nefronen capaciteit om regeneratie te ondergaan na AKI dat de buisvormige epitheel 5,6 reconstitutes. Hoewel er een toenemende moleculair begrip van nephron regeneratie is geweest, de mechanismen blijven ongrijpbaar in veel opzichten en noodzaken verder onderzoek 7. De mate waarin AKI tot blijvende nierbeschadiging nog onbekend zijn. Lopend onderzoek suggereert dat de regeneratieve potentieel voor de nieren is dehoogste volgende minder ernstige gevallen van AKI, terwijl meer uitgesproken of herhaalde episodes leiden tot chronische nierziekte (CKD) en uitmonden in eindstadium nierziekte (ESRD) die levensreddende transplantatie of dialyse 8,9 vereist. Bovendien, mensen die reeds lijden aan CKD zijn op een nog hoger risico op een ernstige episode van AKI 8,9. Samengevat blijkt dat continue fundamenteel en klinisch onderzoek is cruciaal om te begrijpen, behandelen en voorkomen AKI.

Onderzoek met diermodellen is behulpzaam geweest bij het ​​waarderen van de progressie van de lokale en ecologische veranderingen die optreden tijdens de AKI 10 geweest. Om dit inzicht te breiden en nieuwe behandelingen te ontwikkelen, heeft de zebravis diermodel toegepast op verschillende manieren 11,12. De nefronen van de zebravis nier, in zowel het embryo en volwassen, een hoge mate van conservering met zoogdieren 13-16. Verder nefron epitheliale schade in ZEbrafish lijkt op de werkwijze in hogere vertebraten, waarbij de lokale vernietiging van tubulaire cellen wordt gevolgd door intratubulaire proliferatie en herstel van nefron architectuur 17-19. In het embryo echter grote tubulus schade van de nephrotoxins zoals cisplatine is gekoppeld letaliteit 20,21. Ter vergelijking, de zebravis volwassenen overleven AKI en vertonen inhoudelijke regeneratieve mogelijkheden in de nier. Bijvoorbeeld, na blootstelling aan de aminoglycoside antibiotica gentamicine, zebravis regenereren tubulus epitheelbeschadiging en groeien nieuwe nefroneenheden en 22-24. Hoewel deze gentamicine-geïnduceerde AKI studies waardevolle informatie hebben ontvangen, begrijpen nierschade uit diverse nephrotoxins blijft kritisch voor de werking en de reactie op verschillende soorten schade 25 waarderen.

De zebravis embryo, door zijn omvang, transparantie, en genetische traceerbaarheid, heeft vele voordelen voor de nefrotoxische substantie studies <sup> 25, waarbij de werkwijze van micro-injectie 20,21 wordt gebruikt om het molecuul (en) voor onderzoek beheren. Nefronen worden gevormd door 24 uur na de bevruchting (HPF) en beginnen om bloed te filteren op ongeveer 48 HPF 26,27. Dus de snelle vorming en functie van de embryonale nier vergemakkelijkt experimentele analyse. Echter, het proces van micro-injectie heeft technische uitdagingen en er kan een steile leercurve voor het beheersen van de techniek. In deze video artikel beschrijven we hoe de micro-injecties uit te voeren en geven tips voor het oplossen van problemen met het oog op de snelheid van de succesvolle injecties verbeteren.

Protocol

De procedures voor het werken met de zebravis embryo's beschreven in dit protocol werd goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite aan de Universiteit van Notre Dame. 1. Voorbereiding van de Solutions Wordt 50x voorraadoplossing van E3 embryomedium door mengen van 73,0 g NaCl, 3,15 g KCI, 9,15 g CaCl 2 en 9,95 g MgSO 4 in 5 liter gedestilleerd water, en bewaar bij kamertemperatuur. Voor het kweken van zebravis embryo verdunnen 50x voorraadoplossi…

Representative Results

Een micro-injectie station opgezet is voorzien van een stereomicroscoop, micromanipulator en drukregelaar (Figuur 1A). Transilluminatie van de injectieplaat voorkeur om monsters te zien tijdens deze procedure (Figuur 1B). Bereiding van de injectienaald omvat het trekken van de juiste borosilicaatglas, gevolgd door het bereiden van de rand met snijden en tenslotte backloading de naald. Optimaal wordt de naald in plaats schuin dan stomp (figuur 1C)…

Discussion

Een divers aantal therapeutische middelen zijn geassocieerd met AKI 29. Er zijn aanzienlijke onderzoek vooruitgang in het begrijpen van de schade veroorzaakt door vele afzonderlijke verbindingen, zoals aminoglycoside gentamicine 30 en de gebruikte chemotherapeutische cisplatine 31,32 geweest. Sommige pathologische veranderingen die betrokken zijn bij deze voorwaarden, blijven echter het onderwerp van lopend onderzoek. Een opkomende uitdaging blijft begrijpen hoe meerdere drugs negatieve …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door de NIH-subsidie ​​DP2OD008470. Bovendien, RAM werd mede ondersteund door fondsen die door de Universiteit van Notre Dame Graduate School. Wij danken het personeel van de afdeling Biologische Wetenschappen, het Center for Research zebravis, en het Centrum voor stamcellen en regeneratieve geneeskunde aan de Universiteit van Notre Dame. We hebben vooral dank aan de leden van het lab voor het aangrijpen van discussies over de nieren biologie en hun nuttige feedback over dit werk.

Materials

Sodium Chloride American Bioanalytical AB01915
Potassium Chloride American Bioanalytical AB01652
Calcium Chloride American Bioanalytical AB00366
N-Phenylthiourea (PTU) Aldrich Chemistry P7629
Ethyl 3-aminobenzoate (Tricaine) Fluka Analytical A5040
Borosilicate glass Sutter Instruments Co. BF100-50-10
Flaming/Brown Micropipette puller Sutter Instruments Co. Mo. P097
UltraPure Agarose Invitrogen 15510-027
Magnesium Sulfate Sigma-Aldrich M7506
Methylene Blue Sigma-Aldrich M9140
Falcon Diposable Petri Dishes, Sterile, Corning:
60mm x 15mm VWR 25373-085
100mm x 15mm VWR 25373-100
 (microinjection tray) 150mm x 15mm VWR 25373-187
Low Temperature Incubator Fischer Scientific 11 690 516DQ
Micro Dissecting Tweezer Roboz Surgical Instruments Co. RS-5010
Micrometer Ted Pella, Inc. 2280-24

References

  1. Basile, D. P., Anderson, M. D., Sutton, T. A. Pathophysiology of acute kidney injury. Compr. Physiol. 2, 1303-1353 (2012).
  2. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Curr. Opin. Crit. Care. 20, 581-587 (2014).
  3. Fluck, R. J. Acute kidney: improving the pathway of care for patients and across healthcare. Curr. Opin. Nephrol. Hypertens. 24, 511-516 (2015).
  4. Silver, S. A., Cardinal, H., Colwell, K., Burger, D., Dickhout, J. G. Acute kidney injury: preclinical innovations, challenges, and opportunities for translation. Can. J Kidney Health Dis. 2, 30 (2015).
  5. McCampbell, K. K., Wingert, R. A. Renal stem cells: fact or science fiction?. Biochem. J. 444, 153-168 (2012).
  6. Li, Y., Wingert, R. A. Regenerative medicine for the kidney: stem cell prospects and challenges. Clin. Transl. Med. 2, 11 (2013).
  7. Romagani, P., Lasagni, L., Remuzzi, G. Renal progenitors: an evolutionary conserved strategy for kidney regeneration. Nat. Rev. Nephrol. 9, 137-146 (2013).
  8. Kline, J., Rachoin, J. S. Acute kidney injury and chronic kidney disease: it’s a two-way street. Ren. Fail. 35, 452-455 (2013).
  9. Chawla, L. S., Kimmel, P. L. Acute kidney injury and chronic kidney disease: an integrated clinical syndrome. Kidney Int. 82, 516-524 (2012).
  10. Sanz, A. B., Sanchez-Niño, M. D., Martìn-Cleary, C., Ortiz, A., Ramos, A. M. Progress in the development of animal models of acute kidney injury and its impact on drug discovery. Expert Opin. Drug Discov. 8, 879-895 (2013).
  11. McCampbell, K. K., Wingert, R. A. New tides: using zebrafish to study renal regeneration. Transl Res. 163, 109-122 (2014).
  12. McKee, R. A., Wingert, R. A. Zebrafish renal pathology: emerging models of acute kidney injury. Curr. Pathobiol. Rep. 3, 171-181 (2015).
  13. Wingert, R. A., et al. The cdx genes and retinoic acid control the positioning and segmentation of the zebrafish pronephros. PLoS Genet. 3, 1922-1938 (2007).
  14. Wingert, R. A., Davidson, A. J. The zebrafish pronephros: a model to study nephron segmentation. Kidney Int. 73, 1120-1127 (2008).
  15. Wingert, R. A., Davidson, A. J. Zebrafish nephrogenesis involves dynamic spatiotemporal expression changes in renal progenitors and essential signals from retinoic acid and irx3b. Dev Dyn. 240, 2011-2027 (2011).
  16. McCampbell, K. K., Springer, K. N., Wingert, R. A. Analysis of nephron composition and function in the adult zebrafish kidney. J. Vis. Exp. (90), e51644 (2014).
  17. Johnson, C. S., Holzemer, N. F., Wingert, R. A. Laser ablation of the zebrafish pronephros to study renal epithelial regeneration. J. Vis. Exp. (54), e2845 (2011).
  18. Palmyre, A., et al. Collective epithelial migration drives kidney repair after acute injury. PLoS One. 9, e101304 (2014).
  19. Fogelgren, B., et al. Exocyst Sec10 protects renal tubule cells from injury by EGFR/MAPK activation and effects on endocytosis. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 307, F1334-F1341 (2014).
  20. Hentschel, D. M., Park, K. M., Cilenti, L., Zervox, A. S., Drummond, I. A., Bonventre, J. V. Acute renal failure in zebrafish: a novel system to study a complex disease. Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 288, F923-F929 (2005).
  21. Cosentino, C. C., Roman, B. L., Drummond, I. A., Hukriede, N. A. Intravenous microinjections of zebrafish larvae to study acute kidney injury. J. Vis. Exp. (42), e2079 (2010).
  22. Zhou, W., Boucher, R. C., Bollig, F., Englert, C., Hildebrandt, F. Characterization of mesonephric development and regeneration using transgenic zebrafish. Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 299, F1040-F1047 (2010).
  23. Diep, C. Q., et al. Identification of adult nephron progenitors capable of kidney regeneration in zebrafish. Nature. 470, 95-101 (2011).
  24. McCampbell, K. M., Springer, K. N., Wingert, R. A. Atlas of cellular dynamics during zebrafish adult kidney regeneration. Stem Cell Int. , 547636 (2015).
  25. Sharma, P., Sharma, S., Patial, V., Singh, D., Padwad, Y. S. Zebrafish (Danio rerio): a potential model for nephroprotective drug screening. Clinical Queries: Nephrol. 3, 97-105 (2014).
  26. Gerlach, G. F., Wingert, R. A. Kidney organogenesis in the zebrafish: insights into vertebrate nephrogenesis and regeneration. Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 2, 559-585 (2013).
  27. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).
  28. Hanke, N., et al. ‘Zebrafishing’ for novel genes relevant to the glomerular filtration barrier. Biomed. Res. Int. 2013, 658270 (2013).
  29. Kane-Gill, S. L., Goldstein, S. L. Drug-induced acute kidney injury: a focus on risk assessment for prevention. Crit. Care Clin. 31, 675-684 (2015).
  30. Lopez-Novoa, J. M., Quiros, Y., Vicente, L., Morales, A. I., Lopez-Hernandez, F. J. New insights into the mechanism of aminoglycoside nephrotoxicity: an integrative point of view. Kidney Int. 79, 33-45 (2010).
  31. Ozkok, A., Edelstein, C. L. Pathophysiology of cisplatin-induced acute kidney injury. Biomed. Res. Int. 2014, 967826 (2014).
  32. Perazella, M. A., Moeckel, G. W. Nephrotoxicity from chemotherapeutic agents: clinical manifestations, pathobiology, and prevention/therapy. Semin. Nephrol. 30, 570-581 (2010).
  33. Cheng, C. N., Verdun, V. A., Wingert, R. A. Recent advances in elucidating the genetic mechanisms of nephrogenesis using zebrafish. Cells. 4, 218-233 (2015).
  34. Pickart, M. A., Klee, E. W. Zebrafish approaches enhance the translational research tackle box. Transl. Res. 163, 65-78 (2014).
  35. Cheng, C. N., Li, Y., Marra, A. N., Verdun, V., Wingert, R. A. Flat mount preparation for observation and analysis of zebrafish embryo specimens stained by whole mount in situ hybridization. J. Vis. Exp. (89), e51604 (2014).
  36. Galloway, J. L., Wingert, R. A., Thisse, C., Thisse, B., Zon, L. I. Combinatorial regulation of novel erythroid gene expression in zebrafish. Exp. Hematol. 36, 424-432 (2008).
  37. McKee, R., Gerlach, G. F., Jou, J., Cheng, C. N., Wingert, R. A. Temporal and spatial expression of tight junction genes during zebrafish pronephros development. Gene Expr. Patterns. 16, 104-113 (2014).
  38. Li, Y., Cheng, C. N., Verdun, V. A., Wingert, R. A. Zebrafish nephrogenesis is regulated by interactions between retinoic acid, mecom, and Notch signaling. Dev. Biol. 386, 111-122 (2014).
  39. Gerlach, G. F., Wingert, R. A. Zebrafish pronephros tubulogenesis and epithelial identity maintenance are reliant on the polarity proteins Prkc iota and zeta. Dev. Biol. 396, 183-200 (2014).
  40. Cheng, C. N., Wingert, R. A. Nephron proximal tubule patterning and corpuscles of Stannius formation are regulated by the sim1a transcription factor and retinoic acid in the zebrafish. Dev. Biol. 399, 100-116 (2015).
  41. Lessman, C. A. The developing zebrafish (Danio rerio): A vertebrate model for high-throughput screening of chemical libraries. Birth Defects Res. C Embryo Today. 93, 268-280 (2011).
  42. Poureetezadi, S. J., Wingert, R. A. Congenital and acute kidney disease: translational research insights from zebrafish chemical genetics. Gen. Med. 1, 112 (2013).
  43. Poureetezadi, S. J., Donahue, E. K., Wingert, R. A. A manual small molecule screen approaching high-throughput using zebrafish embryos. J. Vis. Exp. (93), e52063 (2014).
  44. Peng, H. C., Wang, Y. H., Wen, C. C., Wang, W. H., Cheng, C. C., Chen, Y. H. Nephrotoxicity assessments of acetaminophen during zebrafish embryogenesis. Comp. Biochem. Physiol. C Toxicol. Pharmacol. 151, 480-586 (2010).
  45. Wu, T. S., Yang, J. J., Yu, F. Y., Liu, B. H. Evaluation of nephrotoxic effects of mycotoxins, citrinin and patulin, on zebrafish (Danio rerio) embryos. Food Chem. Toxicol. 50, 4398-4404 (2012).
  46. Ding, Y. J., Chen, Y. H. Developmental nephrotoxicity of aristolochic acid in a zebrafish model. Toxicol. Appl. Pharmacol. 261, 59-65 (2012).
  47. Zennaro, C., et al. Podocyte developmental defects caused by adriamycin in zebrafish embryos and larvae: a novel model of glomerular damage. PLoS One. 9, e98131 (2014).
  48. Ding, Y. J., Sun, C. Y., Wen, C. C., Chen, Y. H. Nephroprotective role of resveratrol and ursolic acid in aristolochic acid intoxicated zebrafish. Toxins. 7, 97-109 (2015).
  49. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of zebrafish embryos to analyze gene function. J. Vis. Exp. (27), e1115 (2009).
  50. Yuan, S., Sun, Z. Microinjection of mRNA and morpholino antisense oligonucleotides in zebrafish embryos. J. Vis. Exp. (27), e1113 (2009).
  51. Christou-Savina, S., Beales, P. L., Osborn, D. P. Evaluation of zebrafish kidney function using a fluorescent clearance assay. J. Vis. Exp. (96), e52540 (2015).
check_url/fr/54241?article_type=t&slug=nephrotoxin-microinjection-in-zebrafish-to-model-acute-kidney-injury

Play Video

Citer Cet Article
McKee, R. A., Wingert, R. A. Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury. J. Vis. Exp. (113), e54241, doi:10.3791/54241 (2016).

View Video