Summary

协议隔离威利斯的鼠标圈

Published: October 22, 2016
doi:

Summary

We describe here a reproducible protocol for isolating the mouse circle of Willis.

Abstract

脑底动脉环(circulus动脉脑瘤)或威利斯(COW)的圆是围绕着视交叉和下丘脑的血液供应到大脑和周围结构的循环吻合。它已牵涉几种脑血管疾病,包括脑淀粉样血管病(CAA)相关血管病变,颅内动脉粥样硬化和颅内动脉瘤。这些疾病的基本为新颖的药物靶标对他们的预防识别的分子机制的研究需要的动物模型。其中一些模型可以是转基因,而其他将涉及脑血管的隔离,包括这里所描述的CoW.The方法适合于在任何小鼠谱系牛隔离,并具有相当大的潜力用于筛选(基因,蛋白质生产的表达,翻译后蛋白修饰,分泌组分析 )上的大血管鼠标cerebro-研究血管。它也可以用于体外研究,通过调整对分离的小鼠嗅动脉开发的器官浴系统。

Introduction

脑底动脉环(circulus动脉脑瘤),也被称为威利斯(COW),Willisor威利斯多边形的环圈)最早是由托马斯·威利斯在1664描述的是周围设视交叉和下丘脑,可以循环系统吻合被看作是一个中心毂供给血液到脑和周围结构。血经颈内动脉和椎动脉进入这个结构,它通过内部中,后脑动脉流出圈。每个这些动脉的具有左右分支圆上的任一侧。基底,后连通,并且前交通动脉完全的圆( 图1图2)。血流受损的任何流出动脉的风险由血液进入从颈和脑动脉的圆,从而保证有足够的血液供给到b中的合并减少雨。这种结构也可作为在颈内动脉的严重闭塞性疾病侧支血流的主要途径。

几种类型的脑血管疾病有他们的牛奶原产地。最常见的是脑淀粉样血管病(CAA)相关血管病变,颅内动脉粥样硬化和颅内动脉瘤。1,2,3,这些疾病可能导致灌注不足是由于血管扩张,和脑和/或蛛网膜下腔出血最终转化为缺血性或出血性中风或充其量短暂性缺血发作。在诊断过程,包括神经影像学,可能与血管造影术相结合的最新进展,已使人们有可能在临床诊断这些主要脑血管疾病,而不需要一个脑活检。然而,有效和特定的治疗(药理学或血管内),目前缺乏,因此,有必要定义新分子靶点。

的新颖的药物靶标用于预防这些疾病在人类中鉴定需要的动物模型并分离脑脉管系统包括牛的方法。这些模型应提供的证据和线索的具体变化,包括炎性改变,在颅内动脉瘤,CAA或颅内动脉粥样硬化的动物模型的大血管壁发生。4,5,6

我们已经建立了小鼠牛隔离的方法,以促进在阿尔茨海默氏病(AD)和相关疾病容器炎症研究,例如CAA。该隔离鼠标牛方法,为脑血管炎症基因表达的疾病进展过程中的评估开发。再加上检测软脑膜及脑膜动脉壁内的β淀粉样蛋白的沉积,这种方法可以更容易地阻止矿山在脑血管壁的炎症基因表达和Aβ肽的积累之间的可能关系。大脑,包括蛛网膜下腔的柔脑膜和软脑膜的血管网,是大动脉形成Willis环的扩展。此处所描述的方法可以用于任何小鼠谱系的牛隔离和可用于在大型船只的小鼠脑脉管系统的所有类型的筛选( 例如 ,基因表达,蛋白质产生和翻译后蛋白修饰)的。

Protocol

所有的程序均按照照顾和使用实验动物的欧盟标准进行,与当地的伦理委员会进行动物实验(巴黎大区 – 巴黎委员会,授权4270)的批准。 1.麻醉 (最多至1mg / 10g体重)腹膜内(27号针和1毫升注射器)到成年小鼠手术前注入戊巴比妥的致死剂量。 2.血管灌注注:没有必要血管灌注过程中兽医药膏敷眼睛。这个过程是快速(5…

Representative Results

在PBS-灌注小鼠被杀害,并且在协议中的第3.2节所述的奶牛被隔离。当正确地进行清扫,奶牛应该出来在一块和应稍透明由于在脉管没有残留血液。 图2: 隔离后的母牛鼠标。在一个10厘米的培养皿中的牛(一)概述(二)</stron…

Discussion

我们在这里描述为Willis环的隔离可再现协议。涉及牛最常见的脑血管疾病是CAA相关血管病变,颅内动脉粥样硬化和颅内动脉瘤,所有这些都影响动脉血管的壁。的危险因素是众所周知的,但这些脑疾病的分子发病机制仍然知之甚少和用于预测它们发生特定的生物标记物所缺乏的。目前的方法相当大的兴趣了隔离转基因小鼠的牛的肉眼观察结果与分子变化联系起来。例如,通过在其特定的基因被敲?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

这项工作是由巴黎第六大学和皮埃尔·法布尔创新基金的支持。

Materials

Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline Sigma-Aldrich D8537
Dumont #55 Forceps Fine Science Tools 11295-51
Hardened Fine Iris Scissors  Fine Science Tools 14090-11
Scissors – Straight / Sharp / Sharp   16.5 cm Fine Science Tools 14002-16
Dumont #7b Forceps  Fine Science Tools 11270-20
Stereoscopic Zoom Microscope Nikon SMZ745T
CellBIND Surface 60mm Culture Dish Corning #3295
Peristaltic Pump – MINIPULS 3 Gilson M312
Pentobarbital Sodique Ceva Santé Animale FR/V/2770465 3/1992

References

  1. Beckmann, N., et al. Age-dependent cerebrovascular abnormalities and blood flow disturbances in APP23 mice modeling Alzheimer’s disease. J Neurosci. 23 (24), 8453-8459 (2003).
  2. Sadasivan, C., Fiorella, D. J., Woo, H. H., Lieber, B. B. Physical factors effecting cerebral aneurysm pathophysiology. Ann Biomed Eng. 41 (7), 1347-1365 (2013).
  3. Ritz, K., Denswil, N., Stam, O., van Lieshout, J., Daemen, M. Cause and mechanisms of intracranial atherosclerosis. Circulation. 130 (16), 1407-1414 (2014).
  4. Tulamo, R., Frösen, J., Hernesniemi, J., Niemelä, M. Inflammatory changes in the aneurysm wall: a review. J Neurointerv Surg. 2 (2), 120-130 (2009).
  5. Yamada, M. Cerebral amyloid angiopathy: emerging concepts. J Stroke. 17 (1), 17-30 (2015).
  6. Oy, B. Intracranial atherosclerotic stroke: specific focus on the metabolic syndrome and inflammation. Curr Atheroscler Rep. 8 (4), 330-336 (2006).
  7. Lee, H. J., Dietrich, H. H., Han, B. H., Zipfel, G. J. Development of an ex vivo model for the study of cerebrovascular function utilizing isolated mouse olfactory artery. J Korean Neurosurg Soc. 57 (1), 1-5 (2015).
  8. Hosaka, K., Downes, D. P., Nowicki, K. W., Hoh, B. L. Modified murine intracranial aneurysm model: aneurysm formation and rupture by elastase and hypertension. J Neurointerv Surg. 6 (6), 474-479 (2013).
  9. Gauthier, S. A., Sahoo, S., Jung, S. S., Levy, E. Murine cerebrovascular cells as a cell culture model for cerebral amyloid angiopathy: isolation of smooth muscle and endothelial cells from mouse brain. Methods Mol Biol. 849, 261-274 (2012).
  10. Choi, S., Kim, J., Kim, K., Suh, S. Isolation and in vitro culture of vascular endothelial cells from mice. Korean J Physiol Pharmacol. 19 (1), 35-42 (2015).
  11. Peters, D. G., Kassam, A. B., Yonas, H., O’Hare, E. H., Ferrell, R. E., Brufsky, A. M. Comprehensive transcript analysis in small quantitiesof mRNA by SAGE-Lite. Nucleic Acids Res. 27 (24), (1999).
  12. Badhwar, A. Stanimirovic, Hamel, & Haqqani The proteome of mouse cerebral arteries. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (6), 1033-1046 (2014).
  13. Castro, L., Brito, M., et al. Striatal neurones have a specific ability to respond to phasic dopamine release. J Physiol. 591 (13), 3197-3214 (2013).
  14. Hübscher, D., Nikolaev, V. Generation of transgenic mice expressing FRET biosensors. Methods Mol Biol. 1294, 117-129 (2015).

Play Video

Citer Cet Article
Hur, J. C., Blaise, R., Limon, I. Protocol for Isolating the Mouse Circle of Willis. J. Vis. Exp. (116), e54352, doi:10.3791/54352 (2016).

View Video