Summary

Langsiktig høy oppløsning intraMikros i Lung med et vakuum Stabilisert Imaging Window

Published: October 06, 2016
doi:

Summary

This protocol describes the use of multiphoton microscopy to perform long-term high-resolution, single cell imaging of the intact lung in real time using a vacuum stabilized imaging window.

Abstract

Metastaser til sekundære områder som lunger, lever og bein er en traumatisk hendelse med en dødelighet på ca 90% en. Av disse områdene, er det lunge den mest vanskelig å vurdere ved å bruke intra optisk avbildning på grunn av sin lukkede posisjon inne i legemet, skjøre natur og vital rolle i å opprettholde riktig fysiologi. Mens kliniske modaliteter (positronemisjonstomografi (PET), magnetisk resonans imaging (MRI) og computertomografi (CT)) er i stand til å tilby ikke-invasive bilder av dette vevet, de mangler den oppløsningen som er nødvendig for å visualisere de tidligste seeding arrangementer, med en enkelt piksel som består av nesten tusen celler. Aktuelle modeller av metastatisk lungesykdom seeding postulat at hendelser like etter en svulst celle ankomst er deterministisk for overlevelse og påfølgende vekst. Dette betyr at sanntidsintraavbildningsverktøy med enkelt celle oppløsning 2 er nødvendig for å definere de fenotyper av seeding cells og teste disse modellene. Mens høy oppløsning optisk avbildning av lungen har blitt utført ved anvendelse av forskjellige ex vivo preparater, disse eksperimentene er typisk enkelt tids-punktprøvene, og er utsatt for artefakter og eventuelle feilaktige konklusjoner etter den dramatisk endret omgivelsene (temperatur, overflod, cytokiner, etc. ) som følge av fjerning fra brysthulen og sirkulasjonssystemet 3. Nyere arbeider har vist at time-lapse intra optisk avbildning av det intakte lungen blir mulig ved hjelp av en vakuum stabilisert bildevinduet 2,4,5 har imidlertid typisk bilde ganger vært begrenset til omtrent 6 timer. Her beskriver vi en protokoll for å utføre langtidsintra time-lapse avbildning av lungene anvendelse av et slikt vindu i løpet av en periode på 12 timer. Time-lapse bildesekvenser som oppnås ved hjelp av denne metoden gi visualisering og kvantifisering av celle-celle interaksjoner, membran dynamikk og vaskulær perfusjon i lungene. Vi videre describe et bildebehandlingsteknikk som gir en uhørt klar utsikt til lunge microvasculature.

Introduction

Høy oppløsning intra optisk avbildning har vist seg å være avgjørende for å forstå mange biologiske prosesser, slik at enkelt-celle og sub-cellulære parametre som skal måles og kvantifiseres. I kreftforskning har intravital avbildning av tumor og stromale celler førte til oppdagelsen av mange microenvironmental interaksjoner 6-11 som bare er til stede i det intakte dyr.

Oppdagelser om microenvironments forbundet med intravasation og spredning av kreftceller i brystkreft ved hjelp av enkelt celle oppløsning optisk imaging in vivo har selv ført til nye markører for prognose og behandlingsrespons hos brystkreftpasienter 12-16. De beste bildeteknologi tilgjengelig for visning dypt inne intakte indre vitale organer er de kliniske modaliteter (MRI, PET, CT) som tilbyr utmerket utsikt over hele organet og kan avsløre sykdommer selv før de produserer kliniske symptomer. De er ikke i stand, hsom fører til, for å avsløre de tidligste stadier av metastasering og de cellulære mekanismer som driver tumorutvikling på grunn av deres mangel på enkeltcelle-oppløsning. Etter den tid lungemetastaser er synlige i disse modaliteter, de er godt etablert og voksende. Gitt den anslår at 90% av disseminerte tumorceller som kommer til lungen heller ikke overlever 17 eller innledningsvis forbli hvil 18, og den observasjon at de kommer langt tidligere enn tidligere antatt 19, å avbilde de tidligste trinnene for ankomst og overlevelse blir avgjørende for å å forstå prosessen med metastatisk såing og tilbakefall av tumorvekst ved fjerntliggende områder.

Utføre disse observasjonene i lungen har vist seg svært vanskelig imidlertid; de aller fleste imaging studier har benyttet ex vivo eller eksplantering preparater 20-23, som bare gir et blikk inn i lungene ved enkelt tidspunkter. Selv om disse preparatene kan gi oss nyttig infobekreftelse, de gir ikke en fullstendig forståelse av samspillet, årsak og virkning relasjoner, og dynamikken som oppstår mellom de ulike komponentene i mikromiljøet. Mangelen på en skikkelig sirkulasjonssystemet (og samtidig ubalanse av homeostase) og frakobling fra resten av kroppens immunsystem gjør det ønskelig å validere konklusjoner som disse preparatene genererer i intakt vev in vivo.

Mange grupper har utført intra avbildning av det intakte lunge 2,4,5,24-33 med Wearn og tysk å være den første til å kirurgisk eksponere pleural lag 24 og Terry den første til å utnytte en implanterbar bildevinduet 25.

Høy oppløsning i lungen er sterkt hindret av lunge konstant bevegelse og flere teknikker har blitt utviklet for å overvinne denne begrensningen. Wagner og Filley 27 studerte den naturlige bevegelse av canine lungeog utviklet sin kirurgiske protokollen til å finne sin implantert vindu over en relativt stasjonær region mens Wagner utnyttet vakuumet i vinduet hans kirurgisk forberedelse til å immobilisere vevet 28. Siden den gang har en rekke teknikker blitt benyttet til bilde lungene inkludert: bronkie klem, sekvensiell apnea og gated bildebehandling, oversamples oppkjøp, liming av lungen lapp og vakuum 34. Hver av disse har sine fordeler og ulemper, og ingen teknikk har dukket opp som bedre enn en annen 34. For eksempel, bronkie klem og sekvensiell apné endre den normale utveksling av gasser i lungen, og kan føre til atelektase. Lukket bildebehandling og oversamples oppkjøpet ikke lider av disse ulempene, men krever høy hastighet eller spesialisert tenkelig utstyr ikke allment tilgjengelig. Endelig er både liming av lungen og vakuumteknikken unngå begge de ovennevnte ulemper, men kan utvise skjærkraft indusert skade hvis behandling er ikke takno. I de senere år har vakuum vinduet blitt miniatyrisert og tilpasset for bruk i mus ved hjelp av konfokal mikroskopi og multiphoton 4,5,33 og utmerket høy-oppløsning avbildning er blitt oppnådd 2. Tabell 1 oppsummerer denne rike historie og fremhever de papirer som beskriver nye fremskritt i bruk av intra lunge bilde vinduer.

Denne protokollen beskriver bruk av utvidede time-lapse multiphoton intravital mikroskopi av bildet metastaser i lever, lunge intakt med den høyeste subcellulære mulig oppløsning. Bildene er kjøpt for opp til 12 timer ved hjelp av en multiphoton mikroskop utstyrt med en høy numerisk apertur objektiv og flere fotomultiplikatorrør (PMT) detektorer. Transgene musemodeller anvendes for å fluorescerende merke opprinnelige makrofager sammen med fluoriserende høy molekylvekt, dekstran og fluorescerende protein transfekterte tumorceller (for å merke vaskulaturen og tumorceller hhv støttevalseney). Selv om dette valget av fluorescerende merkede celler muliggjør visualisering av tumorcelle-endotelial celle-makrofag-interaksjoner og dynamikk, vil denne protokollen fungere for en hvilken som helst stamme av fluorescerende eller ikke-fluorescerende mus. Etter oppkjøpet blir rest drift bevegelse (hvis noen) elimineres ved hjelp av en Fiji plugin 35,36 og egendefinerte makroer tid gjennomsnittlig vaskulær kanal for å eliminere blinkende forårsaket av umerkede sirkulerende blodceller.

Selv om denne protokollen fokuserer på avbildningsmetastase, de teknikker som er anvendbare for mange andre biologiske prosesser observerbare med høy oppløsning encellet avbildning i lungen.

Protocol

Alle prosedyrer beskrevet i denne protokollen er utført i samsvar med retningslinjer og regler for bruk av virveldyr, inkludert godkjennelse fra Albert Einstein College of Medicine Institutional Animal Care og bruk komité. 1. Generering fluorescensmerkede musemodell og tumorceller Fremstille 100 ml 0,1% (w / v) bovint serumalbumin / fosfat-bufret saltvann (BSA / PBS) buffer ved å blande 0,1 g av BSA med 100 ml PBS. Forbered fluorescensmerkede tumorceller ved stabil tr…

Representative Results

For å demonstrere hva slags resultater som kan oppnås med denne metoden, injisert vi E0771-LG tumorceller merket med fluorescerende protein Clover i halevenen av MacBlue mus 44 ved varierende tidspunkter før operasjonen. Etter operasjonen ble 155 kD rhodamine merket dekstran injisert IV for å markere blodkar og time-lapse bildebehandling ble utført. Når bildebehandling mus 24 timer etter injeksjon, enkeltcelle…

Discussion

Høy oppløsning in vivo optisk avbildning kombinert med fluorescensmerkede funksjonelle koder som proteiner og antistoffer har dramatisk økt vår forståelse av metastatisk kaskade. Det har gjort det mulig direkte visualisering og kvantifisering av enkelt-celle og sub-cellulære parametre i tumorceller, vertsceller og deres mikromiljø. Denne avbildning innenfor den primære svulsten har ført, for eksempel, til oppdagelsen av diskrete mikromiljøer som er støttende for enten vekst eller spredning invasjon <…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This research was supported by NIH-CA100324, Einstein National Cancer Institute’s cancer center support grant P30CA013330, R01CA172451 to JWP and the Integrated Imaging Program. This technology was developed in the Gruss-Lipper Biophotonics Center and the Integrated Imaging Program at the Albert Einstein College of Medicine. We acknowledge the support of these Centers in this work. The authors thank Mike Rottenkolber, Ricardo Ibagon and Anthony Leggiadro of the Einstein machine shop for their skilled and timely craftsmanship, the laboratory of Matthew Krummel for generously sharing their window design drawings, Kevin Elicieri and Jeremy Bredfeldt for their expertise in microscopy and their amplifier recommendations and Allison Harney and Bojana Gligorijevic for informative discussions.

Materials

Nickel-Plated Brass Vacuum Regulator 1/8 NPT Female, w/ Gauge, 0 – 20" Hg Vacuum McMaster Carr 4172K12  Vacuum Regulator
Brass Barbed Hose Fitting Adapter for 1/4" Hose ID X 1/8" NPTF Male Pipe McMaster Carr 5346K13 Vacuum Regulator Hose Adapter
Pyrex Brand Filtering Flasks with Tubulation; Neck tooled for rubber stopper No. 4; Capacity: 50mL Corning Life Sciences Glass 5360-50 Vacuum Flask
Round Glass Coverslips Thickness #1.5, 0.16-0.19mm 10mm dia.  Ted Pella, Inc. 260368 Cover slips
Exel International Disposable Safelet I.V. Catheters; 22gx1 in.  Exel International 26746 Tracheal Catheter
PERMA-HAND Black Braided Silk Sutures, ETHICON LIGAPAK Dispensing Reel Size 2-0 VWR 95056-992 String
Liquid Super Glue, Clear, 0.14oz Hendel Corp. LOC1647358 Cyano-acrylate Glue
Tetramethylrhodamine isothiocyanate–Dextran Sigma-Aldrich T1287-500MG 155kD Dextran
Laboratory Clear Tygon PVC Tubing, 1/16" ID, 1/8" OD, 1/32" Wall Thickness, 25 ft. Length McMaster Carr 5155T12 Thin Tubing & Tubing for Luer
Crack-Resistant Polyethylene Tubing, 1/8" ID, 1/4" OD, 1/16" Wall Thickness, White, 50 ft. Length  McMaster Carr 5181K24  Thick Tubing
Depillatory Lotion Nair
Micro Medical Tubing 95 Durometer LDPE Scientific Commodities Inc. BB31695-PE/1 Tubing for tail vein catheter
30 G x 1 in. BD PrecisionGlide Needle BD 305128 Needles for tail vein catheter
Puritan Nonsterile Cotton-Tipped Swabs  Fisher Scientific 867WCNOGLUE
Clear Polycarbonate Barbed Tube Fitting, Reducing Straight for 3/32" x 1/16" Tube ID McMaster Carr 5117k51 Connectors between tubes
One-Hole Rubber Stoppers Fisher Scientific 14-135F Stopper for Vacuum Flask
SHARP Precision Barrier Tips, For P-100, 100µl Denville Scientific Inc. P1125 Pipette Tip
Laboratory tape Fisher Scientific 159015R
Puralube Henry Schein Animal Health 008897 Opthalmic Ointment
Gemini Cautery Kit Harvard Apparatus 726067 Cautery Pen
Graefe Micro Dissecting Forceps; Serrated; Slight Curve; 0.8mm Tip Width; 4" Length Roboz Surgical RS-5135  Forceps
Extra Fine Micro Dissecting Scissors 4" Straight Sharp/Sharp 24mm Roboz Surgical RS-5912 Sharp Scissors
Micro Dissecting Scissors 4" Straight Blunt/Blunt Roboz Surgical RS-5980 Blunt Scissors
Wipes Fisher Scientific 06-666-A  Harness
PhysioSuite System Kent Scientific PhysioSuite Vitals Monitor
1 mL Syringe, Tuberculin Slip Tip BD 309659 Syringe
Cyano acrylate Staples LOC1647358 Cover Slip Adhesive
Petroleum Jelly Fisher Scientific 19-086291 Water Barrier
Adapter Luer Cannulla 1.5-2.2mm Harvard Apparatus 734118 Catheter Connector
MouseOx oximeter, software and sensors STARR Life Sciences MouseOx Pulse Oximeter
Isoethesia (isoflurane) Henry Schein Animal Health 50033 250 mL
Oxygen TechAir OX TM
1 x PBS Life Technologies 10010-023
PVC Ball Valve, Push to Connect, 1/4 In Grainger 3CGJ7 Vacuum Valve
Small Animal Ventilator Harvard Apparatus 683 Alternative is available from Kent Scientific: MouseVent
OptiMEM Reduced Serum Medium ThermoFisher Scientific 31985062 
Lipofectamine 2000 Transfection Reagent ThermoFisher Scientific 11668019
MacBlue Tg(Csf1r*-GAL4/VP16,UAS-ECFP)1Hume/J Mice Jackson Laboratory 026051 
Multiphoton Microscope Olympus Fluoview FV1000 Alternative to custom built scope
Environmental Enclosure Precision Plastics Chamber for FV1000 Alternative to custom built enclosure
Phosphate Buffered Saline ThermoFisher Scientific 14190136
Laser Power Meter Coherent FieldMaxIITOP
Laser Power Meter Head Coherent PM10
pcDNA3-Clover Fluorescent Protein Vector Addgene 40259
G418 Sulfate Selective Antibiotic ThermoFisher Scientific 10131027
MoFlo Fluorescent-Activate Cell Sorter  Beckman Coulter XDP
Trypsin EDTA 1X Corning 25-052-Cl
40 µm Mesh Falcon 352235
96 Well Plate Costar 3599
60 mm Culture Dish Corning 430196
10 cm Culture Dish Corning 353003
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A4503
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline 1X Corning 21-031-CV
C57BL/6J Mouse Jackson Laboratory 000664 
Kim Wipes Fisher Scientific 06-666-A 

References

  1. Mehlen, P., Puisieux, A. Metastasis: a question of life or death. Nat Rev Cancer. 6 (6), 449-458 (2006).
  2. Entenberg, D., et al. Subcellular resolution optical imaging in the lung reveals early metastatic proliferation and motility. Intravital. 4 (3), 1-11 (2015).
  3. Krahl, V. E. A method of studying the living lung in the closed thorax, and some preliminary observations. Angiology. 14, 149-159 (1963).
  4. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nat Methods. 8 (1), 91-96 (2011).
  5. Presson, R. G., et al. Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact. Am J Pathol. 179 (1), 75-82 (2011).
  6. Gligorijevic, B., Bergman, A., Condeelis, J. Multiparametric classification links tumor microenvironments with tumor cell phenotype. PLoS Biol. 12 (11), e1001995 (2014).
  7. Harney, A. S., et al. Real-Time Imaging Reveals Local, Transient Vascular Permeability, and Tumor Cell Intravasation Stimulated by TIE2hi Macrophage-Derived VEGFA. Cancer Discov. 5 (9), 932-943 (2015).
  8. Tozluoglu, M., et al. Matrix geometry determines optimal cancer cell migration strategy and modulates response to interventions. Nat Cell Biol. 15 (7), 751-762 (2013).
  9. Suetsugu, A., et al. Imaging the recruitment of cancer-associated fibroblasts by liver-metastatic colon cancer. J Cell Biochem. 112 (3), 949-953 (2011).
  10. Nakasone, E. S., et al. Imaging tumor-stroma interactions during chemotherapy reveals contributions of the microenvironment to resistance. Cancer Cell. 21 (4), 488-503 (2012).
  11. Kim, M. Y., et al. Tumor self-seeding by circulating cancer cells. Cell. 139 (7), 1315-1326 (2009).
  12. Robinson, B. D., et al. Tumor microenvironment of metastasis in human breast carcinoma: a potential prognostic marker linked to hematogenous dissemination. Clin Cancer Res. 15 (7), 2433-2441 (2009).
  13. Rohan, T. E., et al. Tumor microenvironment of metastasis and risk of distant metastasis of breast cancer. J Natl Cancer Inst. 106 (8), (2014).
  14. Agarwal, S., et al. Quantitative assessment of invasive mena isoforms (Menacalc) as an independent prognostic marker in breast cancer. Breast Cancer Res. 14 (5), R124 (2012).
  15. Forse, C. L., et al. Menacalc, a quantitative method of metastasis assessment, as a prognostic marker for axillary node-negative breast cancer. BMC Cancer. 15, 483 (2015).
  16. Pignatelli, J., et al. Invasive breast carcinoma cells from patients exhibit MenaINV- and macrophage-dependent transendothelial migration. Sci Signal. 7 (353), ra112 (2014).
  17. Cameron, M. D., et al. Temporal progression of metastasis in lung: cell survival, dormancy, and location dependence of metastatic inefficiency. Cancer Res. 60 (9), 2541-2546 (2000).
  18. Bragado, P., Sosa, M. S., Keely, P., Condeelis, J., Aguirre-Ghiso, J. A. Microenvironments dictating tumor cell dormancy. Recent Results Cancer Res. 195, 25-39 (2012).
  19. Husemann, Y., et al. Systemic spread is an early step in breast cancer. Cancer Cell. 13 (1), 58-68 (2008).
  20. St Croix, C. M., Leelavanichkul, K., Watkins, S. C. Intravital fluorescence microscopy in pulmonary research. Adv Drug Del Rev. 58 (7), 834-840 (2006).
  21. Al-Mehdi, A. B., et al. Intravascular origin of metastasis from the proliferation of endothelium-attached tumor cells: a new model for metastasis. Nat Med. 6 (1), 100-102 (2000).
  22. Qian, B., et al. A distinct macrophage population mediates metastatic breast cancer cell extravasation, establishment and growth. PLoS One. 4 (8), e6562 (2009).
  23. Qian, B. Z., et al. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).
  24. Wearn, J. T., Barr, J., German, W. The Behavior of the Arterioles and Capillaries of the Lung. Exp Biol Med. 24 (2), 114-115 (1926).
  25. Terry, R. J. A Thoracic Window for Observation of the Lung in a Living Animal. Science. 90 (2324), 43-44 (1939).
  26. De Alva, W. E., Rainer, W. G. A method of high speed in vivo pulmonary microcinematography under physiologic conditions. Angiology. 14, 160-164 (1963).
  27. Wagner, W. W., Filley, G. F. Microscopic observation of the lung in vivo. Vasc Dis. 2 (5), 229-241 (1965).
  28. Wagner, W. W. Pulmonary microcirculatory observations in vivo under physiological conditions. J Appl Physiol. 26 (3), 375-377 (1969).
  29. Groh, J., Kuhnle, G. E., Kuebler, W. M., Goetz, A. E. An experimental model for simultaneous quantitative analysis of pulmonary micro- and macrocirculation during unilateral hypoxia in vivo. Res Exp Med. 192 (6), 431-441 (1992).
  30. Fingar, V. H., Taber, S. W., Wieman, T. J. A new model for the study of pulmonary microcirculation: determination of pulmonary edema in rats. J Surg Res. 57 (3), 385-393 (1994).
  31. Lamm, W. J., Bernard, S. L., Wagner, W. W., Glenny, R. W. Intravital microscopic observations of 15-micron microspheres lodging in the pulmonary microcirculation. J Appl Physiol. 98 (6), 2242-2248 (2005).
  32. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. J Appl Physiol. 104 (2), 338-346 (2008).
  33. Funakoshi, N., et al. A new model of lung metastasis for intravital studies. Microvasc Res. 59 (3), 361-367 (2000).
  34. Fiole, D., Tournier, J. N. Intravital microscopy of the lung: minimizing invasiveness. J Biophotonics. , (2016).
  35. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  36. Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Trans Image Process. 7 (1), 27-41 (1998).
  37. Ewens, A., Mihich, E., Ehrke, M. J. Distant metastasis from subcutaneously grown E0771 medullary breast adenocarcinoma. Anticancer Res. 25 (6B), 3905-3915 (2005).
  38. Kitamura, T., et al. CCL2-induced chemokine cascade promotes breast cancer metastasis by enhancing retention of metastasis-associated macrophages. J Exp Med. 212 (7), 1043-1059 (2015).
  39. Gross, A., et al. Technologies for Single-Cell Isolation. Int J Mol Sci. 16 (8), 16897-16919 (2015).
  40. Basu, S., Campbell, H. M., Dittel, B. N., Ray, A. Purification of specific cell population by fluorescence activated cell sorting (FACS). J Vis Exp. (41), (2010).
  41. Hauser, H., Wagner, R. . Mammalian cell biotechnology in protein production. , (1997).
  42. Lim, U. M., Yap, M. G., Lim, Y. P., Goh, L. T., Ng, S. K. Identification of autocrine growth factors secreted by CHO cells for applications in single-cell cloning media. J Proteome Res. 12 (7), 3496-3510 (2013).
  43. Nielsen, B. S., et al. A precise and efficient stereological method for determining murine lung metastasis volumes. Am J Pathol. 158 (6), 1997-2003 (2001).
  44. Ovchinnikov, D. A., et al. Expression of Gal4-dependent transgenes in cells of the mononuclear phagocyte system labeled with enhanced cyan fluorescent protein using Csf1r-Gal4VP16/UAS-ECFP double-transgenic mice. J Leukoc Biol. 83 (2), 430-433 (2008).
  45. Entenberg, D., et al. Setup and use of a two-laser multiphoton microscope for multichannel intravital fluorescence imaging. Nat Protoc. 6 (10), 1500-1520 (2011).
  46. Harney, A. S., Condeelis, J., Entenberg, D. Extended time-lapse intravital imaging of real-time multicellular dynamics in the tumor microenvironment. J Vis Exp. (112), e54042 (2016).
  47. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. (73), e50318 (2013).
  48. DuPage, M., Dooley, A. L., Jacks, T. Conditional mouse lung cancer models using adenoviral or lentiviral delivery of Cre recombinase. Nat Protoc. 4 (7), 1064-1072 (2009).
  49. Entenberg, D., et al. Imaging tumor cell movement in vivo. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 19, Unit 19.7 (2013).
  50. Patsialou, A., et al. Intravital multiphoton imaging reveals multicellular streaming as a crucial component of in vivo cell migration in human breast tumors. Intravital. 2 (2), e25294 (2013).
  51. Rao, S., Verkman, A. S. Analysis of organ physiology in transgenic mice. Am J Physiol Cell Physiol. 279 (1), C1-C18 (2000).
check_url/fr/54603?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Rodriguez-Tirado, C., Kitamura, T., Kato, Y., Pollard, J. W., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window. J. Vis. Exp. (116), e54603, doi:10.3791/54603 (2016).

View Video