Summary

Bruk av en filterpatron for filtrering av vannprøver og Utvinning av Miljø DNA

Published: November 25, 2016
doi:

Summary

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Abstract

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes ≤4 L or >4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Introduction

Miljø DNA (Edna) i akvatiske miljøer refererer til genetisk materiale funnet i vannsøylen. Nyere studier har vist nytten av Edna for å oppdage fisk fra ulike akvatiske miljøer, inkludert dammer 1-3, elver 4-8, bekker 9, og sjøvann 10-14. De fleste av disse studiene fokusert på deteksjon av en enkelt eller noen få invasiv 1,4-6,8,14 og sjeldne eller truede arter 3,9, mens noen nyere studier forsøkt samtidig påvisning av flere arter i lokale fiskesamfunn 7,9, 12,13,15 og posene 11,12.

Sistnevnte tilnærming kalles "metabarcoding" og Edna metabarcoding bruker ett eller flere sett med PCR primere til coamplify et gen region tvers taksonomisk ulike prøver. Dette etterfølges av bibliotek-preparat med indeksering og adapter tilsetning, og de indekserte bibliotekene blir analysert ved en high-throughput parallell sekvenseplattform. Nylig Miya et al. 12 utviklet universell PCR primere for metabarcoding Edna fra fisker (kalt "MiFish"). De MiFish primere rettet mot en hypervariabel region av mitokondriell 12S rRNA-gen (163-185 bp) som inneholder tilstrekkelig informasjon til å identifisere fisk til taksonomisk familie, slekt og art med unntak av noen nær beslektede kongenere. Med bruk av disse primere i Edna metabarcoding, Miya et al. 12 oppdaget mer enn 230 subtropiske marine arter fra akvariekummer med kjente artssammensetning og korallrev nær akvariet.

Mens optimalisere metabarcoding protokollen for å imøtekomme naturlig sjøvann med varierende grad av Edna konsentrasjon fra fisker, har vi lagt merke til at MiFish primere tidvis klarte å forsterke målområdet for påfølgende bibliotek forberedelse. En av de mer sannsynlige årsaker til dette mislykket PCR-amplifikasjon er mangel på tilstrekkelige mengder av template DNA som inneholdes i små mengder vann, filtrert (for eksempel 1-2 liter). Selv om Edna konsentrasjon fra en bestemt taksonomisk gruppe er ukjennelig før forsterkning, filtrering av store vannmengder (> 1-2 L) ville være en enkel og effektiv måte å samle mer Edna fra akvatiske miljøer med knappe fisk overflod og biomasse, slik som åpne hav og dypvanns økosystemer.

I forhold til disk fiber filtre konvensjonelt brukes i en rekke av fisk Edna forskning 16, filterpatroner har fordelen av imøtekommende større vannmengder før tilstopping 17. Egentlig en fersk undersøkelse viste stort volum (> 20 L) filtrering av kystsjøvannsprøver ved hjelp av filterpatroner 18. I tillegg er de individuelt pakket og sterile, og flere trinn av den eksperimentelle arbeidsflyten kan utføres i filterhuset, og dermed redusere sannsynligheten for forurensning fra laboratoriet 19. Sistnevntefunksjonen er kritisk for Edna metabarcoding, der risikoen for forurensning er fortsatt blant de største eksperimentelle utfordrer 20,21. Til tross for disse tekniske fordelene ved filterpatroner, det har ikke vært brukt i Edna studier av fisk med to unntak 8,15.

Her gir vi en protokoll for filtrering av vannprøver med filterpatronen og utvinning av Edna fra sitt filter uten å måtte kutte åpne huset. Vi tilbyr også to alternative vann filtrering systemer avhengig av vannmengder (≤4 L eller> 4 L). For å sammenligne resultatene av den nyutviklede protokoll og en tidligere brukt protokollen ved hjelp av et glassfiberfilter i vår forskningsgruppe 12,14,22,23, vi utfører Edna metabarcoding analyse av sjøvann fra et stort akvarium tank (7500 m 3 ) med kjent artssammensetning, og viser antall oppdagede arter som stammer fra de to protokollene som representative resultater. Denne protokollen hsom er utviklet for metabarcoding Edna fra fisker, men er også anvendelig til Edna fra andre organismer.

Protocol

MERK: Denne protokollen omhandler ikke vannprøve og metabarcoding metoder. Vann kan prøves på ulike måter, avhengig av studieøyemed 16 og se Miya et al. 12 for detaljer om metabarcoding metoder ved hjelp MiFish primere. Legg merke til at det samplede vann bør holdes meget kaldt og filtrert i løpet av noen få timer for å unngå degradering av Edna. Merk også at denne protokollen involverer anvendelse av en rotasjonsrister og en inkubator, og den sistnevnte må være store nok til …

Representative Results

Det er teknisk vanskelig å isolere og kvantifisere bare fisk Edna fra den ekstraherte masse Edna, fordi MiFish primere coamplify målområdet fra noen ikke-fisk virveldyr, slik som fugler og pattedyr, med PCR-produkter av samme størrelse (ca. 170 bp ) 12. I stedet for å kvantifisere fisk Edna, utfører vi MiFish metabarcoding analyse av Edna fra et akvarium tank med kjente artssammensetningen ved hjelp av to ulike metoder for filtrering og DNA-ekstraksjon, og samme…

Discussion

I mange metabarcoding studier med miljøprøver slik som vann og jord, etter filtrering behandling av filterpatronen er generelt som følger 24,25: 1) skjære åpen eller sprekkdannelse i huset med håndverktøy (slange kutter eller tang); 2) fjerning av filteret fra kassetten; og 3) kutting av filteret i små biter med et barberblad for DNA-ekstraksjon. For å unngå slike tungvint og tidkrevende prosedyrer som er utsatt for forurensning i laboratoriet, har vi forsøkt flere DNA utvinning metoder innenfor hu…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study was supported as basic research by CREST from the Japan Science and Technology Agency (JST) and by grants from JSPS/MEXT KAKENHI (Number 26291083) and the Canon Foundation to M.M. The funders had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript.

Materials

Mesh panel Iris Ohyama MPP-3060-BE
Metal prong Iris Ohyama MR12F
Stand for the mesh panel No brand 4184-9507 available from Amazon Japan
1-L plastic bag with screw cap Yanagi DP16-TN1000
Male luer-lock connector ISIS 11620
10-mL pipette tip Eppendorf 0030 000.765
10-L book bottle with valve As One 1-2169-01
Sterivex-HV filter Millipore SVHVL10RC denoted as "filter cartridge" throughout the ms and used in the protocol
Male luer fitting As One 1-7379-04
Female luer fitting As One 5-1043-14  
Inlet luer cap ISIS VRMP6
Outlet luer cap ISIS VRFP6
High vacuum tubing As One 6-590-01
Vacuum connector As One 6-663-02
Silicone stopper As One 1-7650-07
Manifold As One 2-258-01
Aspirator-GAS-1 As One 1-7483-21
DNeasy Blood & Tissue Kit (250) Qiagen 69506
PowerWater Sterivex DNA Isolation Kit MO BIO 14600-50-NF denoted as "optional kit" in the ms
Tabletop Centrifuge Kubota Model 4000 Maximum speed 6,000 rpm
Fixed-angle rotor Kubota AT-508C
Adaptor for a 15 mL conical tube Kubota 055-1280
RNAlater Stabilization Solution Thermo Fisher Scientific AM7020
Parafilm PM992 denoted as "self-sealing film"

References

  1. Takahara, T., Minamoto, T., Doi, H. Using environmental DNA to estimate the distribution of an invasive fish species in ponds. PLoS ONE. 8, e56584 (2013).
  2. Takahara, T., Minamoto, T., Yamanaka, H., Doi, H., Kawabata, Z. Estimation of fish biomass using environmental DNA. PLoS ONE. 7, e35868 (2012).
  3. Sigsgaard, E. E., Carl, H., Møller, P. R., Thomsen, P. F. Monitoring the near-extinct European weather loach in Denmark based on environmental DNA from water samples. Biol. Conserv. 183, 48-52 (2015).
  4. Jerde, C. L., et al. Detection of Asian carp DNA as part of a Great Lakes basin-wide surveillance program. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 70, 522-526 (2013).
  5. Jerde, C. L., Mahon, A. R., Chadderton, W. L., Lodge, D. M. "Sight-unseen" detection of rare aquatic species using environmental DNA. Conserv. Lett. 4, 150-157 (2011).
  6. Mahon, A. R., et al. Validation of eDNA surveillance sensitivity for detection of Asian carps in controlled and field experiments. PLoS ONE. 8, e58316 (2013).
  7. Minamoto, T., Yamanaka, H., Takahara, T., Honjo, M. N., Kawabata, Z. Surveillance of fish species composition using environmental DNA. Limnology. 13, 193-197 (2012).
  8. Keskin, E. Detection of invasive freshwater fish species using environmental DNA survey. Biochem. Syst. Ecol. 56, 68-74 (2014).
  9. Wilcox, T. M., et al. Robust detection of rare species using environmental DNA: the importance of primer specificity. PLoS ONE. 8, e59520 (2013).
  10. Thomsen, P. F., et al. Detection of a diverse marine fish fauna using environmental DNA from seawater samples. PLoS ONE. 7, e41732 (2012).
  11. Kelly, R. P., et al. Harnessing DNA to improve environmental management. Science. 344, 1455-1456 (2014).
  12. Miya, M., et al. Mifish, a set of universal PCR primers for metabarcoding environmental DNA from fishes: detection of more than 230 subtropical marine species. Roy. Soc. Open Sci. 2, 150088 (2015).
  13. Port, J. A., et al. Assessing vertebrate biodiversity in a kelp forest ecosystem using environmental DNA. Mol. Ecol. 25, 527-541 (2015).
  14. Yamamoto, S., et al. Environmental DNA provides a ‘snapshot’ of fish distribution: a case study of Japanese jack mackerel in Maizuru Bay, Sea of Japan. PLoS ONE. 11, e0149786 (2016).
  15. Valentini, A., et al. Next generation monitoring of aquatic biodiversity using environmental DNA metabarcoding. Mol. Ecol. 25, 929-942 (2016).
  16. Rees, H. C., Maddison, B. C., Middleditch, D. J., Patmore, J. R., Gough, K. C. Review: The detection of aquatic animal species using environmental DNA – a review of eDNA as a survey tool in ecology. J. Appl. Ecol. 51, 1450-1459 (2014).
  17. Stewart, F. J., DeLong, E. E. . Microbial metagenomics, Metatranscriptomics, and metaprotenomics Vol. 531 Methods in Enzymology. 10, 187-218 (2013).
  18. Walsh, D. A., Zaikova, E., Hallam, S. J. Large volume (20L+) filtration of coastal seawater samples. J Vis Exp. (28), e1161 (2009).
  19. Smalla, K., Akkermans, D. L., Elsas, J. D., Bruijn, F. J. . Molecular Microbial Ecology Manual. , 13-22 (1995).
  20. Thomsen, P. F., Willerslev, E. Environmental DNA – An emerging tool in conservation for monitoring past and present biodiversity. Biol. Conserv. 183, 4-18 (2014).
  21. Pedersen, M. W., et al. Ancient and modern environmental DNA. Phil. Trans. R. Soc. B. 370, 20130383 (2015).
  22. Fukumoto, S., Ushimaru, A., Minamoto, T. A basin scale application of environmental DNA assessment for rare endemic species and closely related exotic species in rivers: a case study of giant salamanders in Japan. J. Appl. Ecol. 52, 358-365 (2015).
  23. Yamanaka, H., Minamoto, T. The use of environmental DNA of fishes as an efficient method of determining habitat connectivity. Ecol. Indicators. 62, 147-153 (2016).
  24. Moss, J. A., et al. Ciliated protists from the nepheloid layer and water column of sites affected by the Deepwater Horizon oil spill in the Northeastern Gulf of Mexico. Deep Sea Res. Pt I. 106, 85-96 (2015).
  25. Hilton, J. A., Satinsky, B. M., Doherty, M., Zielinski, B., Zehr, J. P. Metatranscriptomics of N2-fixing cyanobacteria in the Amazon River plume. The ISME journal. 9, 1557-1569 (2015).
  26. Deiner, K., Walser, J. -. C., Mächler, E., Altermatt, F. Choice of capture and extraction methods affect detection of freshwater biodiversity from environmental DNA. Biol. Conserv. 183, 53-63 (2015).
  27. Eichmiller, J. J., Miller, L. M., Sorensen, P. W. Optimizing techniques to capture and extract environmental DNA for detection and quantification of fish. Mol. Ecol. Res. 16, 56-68 (2016).
  28. Lemarchand, K., Pollet, T., Lessard, V., Badri, M. A., Micic, M. . Sample Preparation Techniques for Soil, Plant, and Animal Samples’Springer Protocols Handbooks. , 325-339 (2016).
  29. Turner, C. R., et al. Particle size distribution and optimal capture of aqueous macrobial eDNA. Methods Ecol. Evol. 5, 676-684 (2014).
  30. Barnes, M. A., Turner, C. R. The ecology of environmental DNA and implications for conservation genetics. Conserv. Genet. 17, 1-17 (2016).
  31. Sorokulova, I., Olsen, E., Vodyanoy, V. Biopolymers for sample collection, protection, and preservation. Appl. Microbiol. Biotechnol. 99, 5397-5406 (2015).
  32. Renshaw, M. A., Olds, B. P., Jerde, C. L., McVeigh, M. M., Lodge, D. M. The room temperature preservation of filtered environmental DNA samples and assimilation into a Phenol-Chloroform-Isoamyl alcohol DNA extraction. Mol. Ecol. Res. 2014, (2014).
check_url/fr/54741?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Miya, M., Minamoto, T., Yamanaka, H., Oka, S., Sato, K., Yamamoto, S., Sado, T., Doi, H. Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA. J. Vis. Exp. (117), e54741, doi:10.3791/54741 (2016).

View Video