마우스에 유산소 운동에 의해 자식 작용을 활성화
Summary
자식 작용의 활성화는 질병의 숫자의 예방에 유용하다. 생리 학적 접근 방법 중 하나는 생체 내에서 자식 작용은 운동이다 유도한다. 여기에서 우리는 유산소 운동으로 자식 작용을 활성화하고 마우스에서 자식 작용의 수준을 측정하는 방법을 보여줍니다.
Abstract
Autophagy is a lysosomal degradation pathway essential for cell homeostasis, function and differentiation. Under stress conditions, autophagy is induced and targets various cargos, such as bulk cytosol, damaged organelles and misfolded proteins, for degradation in lysosomes. Resulting nutrient molecules are recycled back to the cytosol for new protein synthesis and ATP production. Upregulation of autophagy has beneficial effects against the pathogenesis of many diseases, and pharmacological and physiological strategies to activate autophagy have been reported. Aerobic exercise is recently identified as an efficient autophagy inducer in multiple organs in mice, including muscle, liver, heart and brain. Here we show procedures to induce autophagy in vivo by either forced treadmill exercise or voluntary wheel running. We also demonstrate microscopic and biochemical methods to quantitatively analyze autophagy levels in mouse tissues, using the marker proteins LC3 and p62 that are transported to and degraded in lysosomes along with autophagosomes.
Introduction
자식 작용은 기아 저산소증 1, 2와 같은 다양한 스트레스 조건에 응답하여 유도 된 진화 적 보존 열화 경로이다. 자식 작용하는 동안 두 번 막 소포는, 불필요하거나 손상된 세포 내 구성 요소를 통합하고 분해 3 리소좀로 수송, autophagosomes을했다. 기저 자식 작용은 신경 퇴행, 종양 및 2 형 당뇨병 4, 5, 6을 포함하여 많은 질환에 연루되어 세포 기능 및 유기체 개발 및 손상된 기초 자식 작용을 위해 필수적이다.
가장 잘 알려진 생리 자식 작용의 유도는 기아이다. 그러나, 두 가지 제한 사항이 있습니다. 첫째, 기아는, 예를 들면, 효과적으로 동물에서 자식 작용을 유도하는 쥐의 음식 제한의 48 시간을 오랜 기간 소요대부분의 기관입니다. 둘째, 기아는 거의 때문에 뇌에서 상대적으로 안정적인 영양 공급, 뇌 자식 작용을 유도한다. 사실, 많은 약물이 혈액 뇌 장벽을 통과 할 수 없기 때문에, 저분자 유도제에 의해 자식 작용 유도를 검출하는 것이 곤란하다. 따라서, 더 좋은 질병 발병 자식 작용 활성의 기능을 분석하기 위해, 최근 운동 시간 7, 8, 9 단기간에 자식 작용을 유도하는보다 강력한 생리 방법임을 발견했다. 기아와 비교할 때, 자식 작용을 효과적으로 디딜 방아 빠른 30 분을 실행하여 유도된다. 따라서, 운동은 의료 혜택을 매개 질병을 예방 자식 작용의 메커니즘을 연구하는 편리하고 강력한 생리 학적 접근 방식이다.
LC3 및 P62을 포함 자식 작용 활성의 검출을위한 여러 단백질 마커가있다. LC3 (미세 소관 – 관련 단백질 1A / 1B-빛 Chain 3) 세포질 단백질이다 (LC3-I는 자식 작용의 유도에 따라 PE (포스파티딜 에탄올 아민)에 결합된다)을 형성. PE-LC3 지질 화 (LC3-II 양식) autophagosomal 막에 채용하고 GFP로 표지 때 autophagosomes을 시각화 할 수있다. 현미경에서 autophagosomes의 구조를 반점하는 세포질에서의 전위는 자식 작용 유도의 표시입니다. P62 (예 유비퀴틴 단백질 등) 자식 작용 기판 용화물 수용체이고,도 autophagosomes에 포함된다. 단백질이 autophagosomes 함께 리소좀에서 분해되기 때문에, 그 농도는 자식 작용의 플럭스를 측정하는데 사용될 수있다. 여기에서 우리는 강제 운동 (러닝 머신)과 자발적 운동 (바퀴를 실행)을 포함한 유산소 운동에 의해 유발 된 다른 마우스 조직에서 자식 작용을 정량화하기 위해 이러한 마커를 사용하는 방법을 보여줍니다. 동일한 절차가 다른 유도제의 투여 후 생체 내 자식 작용의 측정에 적용 할 수있다.
Protocol
Representative Results
Discussion
자식 작용은 에너지를 제공하고 세포질 구성 요소 나 손상된 세포 소기관의 리소좀 저하에 의해 세포 독성을 감소시키는 이화 과정이다. 자식 작용을 공부하는 것은 세포의 항상성의 조절 및 스트레스 반응의 메커니즘을 이해하는 것이 중요합니다. 새로운 모델과 방법론은 여러 병리학 적 과정 16, 17에 기여하는 방법을 손상 자식 작용 연구, 연구 분야 …
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We thank the Northwestern University Mouse Histology and Phenotyping Laboratoryfor technical support and assistance, and Noboru Mizushima (University of Tokyo) for providing GFP-LC3 transgenic mice. A. R. and C. H. were supported by the startup funds from Northwestern University and the grant from National Institutes of Health (DK094980).
Materials
| Treadmill | Columbus Instruments | 150-RM Exer 3/6 | |
| Mouse running wheel | Super Pet | 100079365 | diameter 11.4 cm |
| Odometer | Bell | DASHBOARD 100 | |
| Syringe pump | KD Scientific | KDS100 | |
| Fluorescence microscope | Nikon | Model: inverted microscope ECLIPSE | |
| Cryostat | Leica | CM 1850UV | |
| Homogenizer | IKA | 003737001 / Model: T10 Basic S1 | |
| Chloroquine | CAYMAN CHEMICAL COMPANY | 14194 | |
| Parafolmaldehye | SIGMA-ALDRICH | P6148 | Personal protection equipment required. This product may release formaldehyde gas, a chemical known to cause cancer |
| Mounting media | Vector Laboratories | H-1200 | |
| p62 antibody | BD Biosciences | 610833 | |
| LC3 antibody | Novus Biologicals | NB100-2220 | |
| 2X Laemmli Sample Buffer | Bio-Rad Laboratories | 161-0737 | |
| ImageJ | NIH |
References
- Mizushima, N., Yamamoto, A., Matsui, M., Yoshimori, T., Ohsumi, Y. In vivo analysis of autophagy in response to nutrient starvation using transgenic mice expressing a fluorescent autophagosome marker. Mol Biol Cell. 15, 1101-1111 (2004).
- Tracy, K., et al. BNIP3 is an RB/E2F target gene required for hypoxia-induced autophagy. Molecular and cellular biology. 27, 6229-6242 (2007).
- Mizushima, N., Komatsu, M. Autophagy: renovation of cells and tissues. Cell. 147, 728-741 (2011).
- Nikoletopoulou, V., Papandreou, M. E., Tavernarakis, N. Autophagy in the physiology and pathology of the central nervous system. Cell Death Differ. 22, 398-407 (2015).
- Rocchi, A., He, C. Emerging roles of autophagy in metabolism and metabolic disorders. Frontiers in biology. 10, 154-164 (2015).
- Mathew, R., Karantza-Wadsworth, V., White, E. Role of autophagy in cancer. Nature reviews. Cancer. 7, 961-967 (2007).
- He, C., et al. Exercise-induced BCL2-regulated autophagy is required for muscle glucose homeostasis. Nature. 481, 511-515 (2012).
- He, C., Sumpter, R. J., Levine, B. Exercise induces autophagy in peripheral tissues and in the brain. Autophagy. 8, 4 (2012).
- Kuramoto, K., et al. Autophagy activation by novel inducers prevents BECN2-mediated drug tolerance to cannabinoids. Autophagy. 12, 1460-1471 (2016).
- Dougherty, J. P., Springer, D. A., Gershengorn, M. C. The Treadmill Fatigue Test: A Simple, High-throughput Assay of Fatigue-like Behavior for the Mouse. JoVE. , (2016).
- Navone, S. E., et al. Isolation and expansion of human and mouse brain microvascular endothelial cells. Nature protocols. 8, 1680-1693 (2013).
- Liu, L., Cheung, T. H., Charville, G. W., Rando, T. A. Isolation of skeletal muscle stem cells by fluorescence-activated cell sorting. Nature protocols. 10, 1612-1624 (2015).
- Eslami, A., Lujan, J. Western blotting: sample preparation to detection. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2010).
- Bjørkøy, G., et al. Chapter 12 Monitoring Autophagic Degradation of p62/SQSTM1. Methods Enzymol. 452, 181-197 (2009).
- Klionsky, D. J., et al. Guidelines for the use and interpretation of assays for monitoring autophagy (3rd edition). Autophagy. 12, 1-222 (2016).
- Levine, B., Kroemer, G. Autophagy in the Pathogenesis of Disease. Cell. 132, 27-42 (2008).
- Mizushima, N., Levine, B., Cuervo, A. M., Klionsky, D. J. Autophagy fights disease through cellular self-digestion. Nature. 451, 1069-1075 (2008).
- Fang, Y., et al. Duration of rapamycin treatment has differential effects on metabolism in mice. Cell Metab. 17, 456-462 (2013).
- Thomson, A. W., Turnquist, H. R., Raimondi, G. Immunoregulatory functions of mTOR inhibition. Nature reviews. Immunology. 9, 324-337 (2009).
- Miller, R. A., et al. Rapamycin-mediated lifespan increase in mice is dose and sex dependent and metabolically distinct from dietary restriction. Aging Cell. 13, 10 (2014).
- Grumati, P., et al. Physical exercise stimulates autophagy in normal skeletal muscles but is detrimental for collagen VI-deficient muscles. Autophagy. 7, 1415-1423 (2011).
- Lira, V. A., et al. Autophagy is required for exercise training-induced skeletal muscle adaptation and improvement of physical performance. FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 27, 4184-4193 (2013).
- Lo Verso, F., Carnio, S., Vainshtein, A., Sandri, M. Autophagy is not required to sustain exercise and PRKAA1/AMPK activity but is important to prevent mitochondrial damage during physical activity. Autophagy. 10, 1883-1894 (2014).
- Kregel, K. C., et al. Resource book for the design of animal exercise protocols. American Physiological Society. , 152 (2006).
- Lightfoot, J. T., Turner, M. J., Debated, K. S., Kleeberg, S. R. Interstrain variation in murine aerobic capacity. Med Sci Sports Exerc. 33, 5 (2001).
- Rezende, E. L., Chappell, M. A., Gomes, F. R., Malisch, J. L., Garland, T. Maximal metabolic rates during voluntary exercise, forced exercise, and cold exposure in house mice selectively bred for high wheel-running. The Journal of experimental biology. 208, 2447-2458 (2005).
- Kayatekin, B. M., Gonenc, S., Acikgoz, O., Uysal, N., Dayi, A. Effects of sprint exercise on oxidative stress in skeletal muscle and liver. European journal of applied physiology. 87, 141-144 (2002).
- Kawanaka, K., Tabata, I., Tanaka, A., Higuchi, M. Effects of high-intensity intermittent swimming on glucose transport in rat epitrochlearis muscle. J Appl Physiol. 84, 4 (1998).
- Fernando, P., Bonen, A., Hoffman-Goetz, L. Predicting submaximal oxygen consumption during treadmill running in mice. Can J Physiol Pharmacol. 71, 4 (1993).
