Tampone Metodo di campionamento per la rilevazione di Norovirus umana sulle superfici
Summary
A macrofoam based sampling methodology was developed and evaluated for the detection and quantification of norovirus on environmental hard surfaces.
Abstract
norovirus umani sono una delle principali cause di un'epidemia di gastroenterite e sporadici in tutto il mondo. Poiché la maggior parte delle infezioni sono o diffondono direttamente per via da persona a persona o indirettamente tramite superfici ambientali o cibo, fomiti contaminati e superfici inanimate sono veicoli importanti per la diffusione del virus durante focolai di norovirus.
Abbiamo sviluppato e valutato un protocollo utilizzando tamponi macrofoam per il rilevamento e la tipizzazione dei norovirus umani provenienti da superfici dure. Rispetto ai tamponi in fibra con punta o salviette antistatiche, tamponi macrofoam consentire il recupero virus (range 1,2-33,6%) dalle superfici dei sedili wc fino a 700 cm 2. Il protocollo include i passaggi per l'estrazione del virus dalle tamponi e ulteriore concentrazione dell'RNA virale utilizzando colonne di rotazione. In totale, 127 (58,5%) dei 217 campioni di tamponi che erano stati raccolti da superfici in navi da crociera e le strutture di assistenza a lungo termine in cui norovirus gastroenterite era statosegnalati risultati positivi per GII norovirus mediante RT-qPCR. Di questi 29 (22,8%) potrebbe essere genotipizzati con successo. In conclusione, l'individuazione di norovirus sulle superfici ambientali che utilizzano il protocollo che abbiamo sviluppato può aiutare a determinare il livello di contaminazione ambientale durante le epidemie, così come il rilevamento del virus quando i campioni clinici non sono disponibili; può anche facilitare il monitoraggio dell'efficacia delle strategie di bonifica.
Introduction
Norovirus umani sono una delle principali cause di un'epidemia e sporadici gastroenterite acuta in tutto il mondo 1, 2, 3. Il virus è estremamente contagiosa e la trasmissione avviene attraverso persona diretta all'interazione persona o indirettamente attraverso il contatto con alimenti contaminati, acqua o superfici ambientali. Norovirus può essere versato per lunghi periodi e prolungato la sopravvivenza del virus sulle superfici ambientali è stata documentata 1, 2, 3. Durante spargimento di picco, miliardi di particelle virali vengono rilasciati per grammo di feci e vomito contiene anche un numero sufficiente di particelle virali di causare infezioni 4, 5, 6, 7, 8,ef "> 9, 10. Inoltre, il trasferimento del virus tra le superfici inanimate e la pelle umana può facilmente verificarsi 2, 11, 12. Quindi, il monitoraggio della contaminazione ambientale può aiutare a indagini sui focolai e nel valutare l'efficacia di clean-up e procedure di disinfezione.
Diversi protocolli di campionamento ambientali sono stati descritti per la rilevazione di rotavirus, colifago MS2, calicivirus felino (FCV), e batteriofago P22 13, 14, 15, 16. Tuttavia, le condizioni di validazione descritti in questi studi, tra cui essiccazione veloce (<1 ora) e piccole superfici (25 x 100 cm 2), potrebbero non rappresentare adeguatamente le impostazioni del campo. Inoltre, il basso livello di contaminazione di enviro previstosuperfici nmental richiedono protocolli che sono in grado di rilevare pochissime particelle virali.
Abbiamo sviluppato un metodo di campionamento di superficie macrofoam-based per il rilevamento e la tipizzazione di norovirus. Questo metodo è stato validato nel corso di diversi focolai di norovirus. Il protocollo comprende 1) come raccogliere campioni di tampone da superfici ambientali (2) come mantenere meglio l'integrità dei campioni durante la raccolta e il trasporto al laboratorio, e 3) prove di laboratorio e la tipizzazione di norovirus.
Protocol
Representative Results
Discussion
Norovirus hanno una dose infettiva umana del 50% tra i 18 ei 10 3 20 particelle virali. Pertanto, anche la contaminazione di basso livello di superfici può costituire un rischio per la salute pubblica. Diversi aspetti del protocollo di campionamento tampone sono stati valutati tra cui: 1) diversi materiali tampone, 2) condizioni di conservazione tamponi durante il trasporto, 3) la concentrazione di RNA virale, e 4) colifago MS2 il controllo di estrazione interna.
<p class="jove_co…Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors have no acknowledgements.
Materials
| Generic name for kits | ||||
| Macrofoam swab | Premoistened EnviroMax Swab kit | Puritan | 2588060PFUW | |
| RNA Lysis buffer | CDC UNEX buffer | Microbiologics | Cat No MR0501 | |
| RNA extraction spin column | Midi column | Omega Biotek | Cat No R6664-02 | |
| RNA purification spin column | Zymol RNA Clean and Concentrator kit | Zymo Research | Cat No R1016 | |
| Real time RT-PCR kit | AgPath kit One-Step RT-PCR Kit | Life Technologies | Cat No 4387391 | |
| Conventional RT-PCR kit | Qiagen one step RT-PCR kit | Qiagen kit | Cat No 210212 | |
| Gel extraction kit | Qiagen QIAquick gel extraction kit | Qiagen kit | Cat No 28704 or 28706 | |
| Coliphage MS2 | ATCC | Cat No 15597-B1 | ||
| RNA run-off transcripts | Bacteriophage MS2 (ATCC No. 15597-B1) can be cultivated using Escherichia coli (E.coli) Famp (ATCC No. 700891). | |||
| Realtime PCR platform | Applied Biosystems | Model ABI 7500 | GI and GII RNA run off transcripts were quantified spectrophotometrically at A260, diluted in diethyl pyrocarbonate-treated water to 1 × 106 copies/ μl, and stored at −80°C with 1.0 U /μl RNasin (Promega, Madison, WI). | |
| Optical 96-well reaction plate | Thermo Scientific | Cat No 4316813 | ||
| MicroAmp Clear Adhesive Film | Thermo Scientific | Cat No 4306311 |
References
- Isakbaeva, E. T., et al. Norovirus transmission on cruise ship. Emerg. Infect. Dis. 11, 154-158 (2005).
- Lopman, B. A., Gastañaduy, P., Park, G. W., Hall, A. J., Parashar, U. D., Vinjé, P. Environmental transmission of norovirus gastroenteritis. Curr. Opin. Virol. 2 (1), 1-7 (2011).
- Malek, M., et al. Outbreak of norovirus infection among river rafters associated with packaged delicatessen meat, Grand Canyon, 2005. Clin Infect Dis. 48 (1), 31-37 (2009).
- Atmar, R. L., et al. Norwalk virus shedding after experimental human infection. Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1553-1557 (2008).
- Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. Norovirus gastroenteritis. N. Engl. J. Med. 361 (18), 1776-1785 (2009).
- Park, G. W., et al. Evaluation of a New Environmental Sampling Protocol for Detection of Human Norovirus on Inanimate Surfaces. Appl. Environ. Microbiol. 81 (17), 5987-5992 (2015).
- Barker, J., Jones, M. V. The potential spread of infection caused by aerosol contamination of surfaces after flushing a domestic toilet. J. Appl. Microbiol. 99, 339-347 (2005).
- Tung-Thompson, G., Libera, D. A., Koch, K. L., de Los Reyes, F. L., Jaykus, L. A. Aerosolization of a Human Norovirus Surrogate, Bacteriophage MS2, during Simulated Vomiting. PloS one. 10, 0134277 (2015).
- Atmar, R. L., et al. Determination of the 50% human infectious dose for Norwalk virus. J. Infect. Dis. 209 (7), 1016-1022 (2014).
- Petrignani, M., van Beek, J., Borsboom, G., Richardus, J. H., Koopmans, M. Norovirus introduction routes into nursing homes and risk factors for spread: a systematic review and meta-analysis of observational studies. J. Hosp. Infect. 89 (3), 163-178 (2015).
- . Centers for Disease Control Prevention. Norovirus outbreak in an elementary school–District of Columbia, February 2007. MMWR. Morb. Mortal. Wkly. Rep. 56 (51-52), 1340-1343 (2008).
- Cheesbrough, J. S., Barkess-Jones, L., Brown, D. W. Possible prolonged environmental survival of small round structured viruses. J. Hosp. Infect. 35, 325-326 (1997).
- Julian, T. R., Tamayo, F. J., Leckie, J. O., Boehm, A. B. Comparison of surface sampling methods for virus recovery from fomites. Appl. Environ. Microbiol. 77, 6918-6925 (2011).
- Taku, A., et al. Concentration and detection of caliciviruses from food contact surfaces. J. Food. Prot. 65, 999-1004 (2002).
- Scherer, K., Ellerbroek, L., Schulenburg, J., Johne, R., Klein, G. Application of a swab sampling method for the detection of norovirus and rotavirus on artifically contaminated food and environmental surfaces. Food. Environ. Virol. 1 (42), 42-49 (2009).
- Herzog, A. B., et al. Evaluation of sample recovery efficiency for bacteriophage P22 on fomites. Appl. Environ. Microbiol. 78, 7915-7922 (2012).
- Vega, E., et al. CaliciNet: A Novel Surveillance Network for Norovirus Gastroenteritis Outbreaks in the United States. Emerging Infectious Diseases. 17 (8), 1389-1395 (2011).
- Rolfe, K. J., et al. An internally controlled, one-step, real-time RT-PCR assay for norovirus detection and genogrouping. J Clin Virol. 39 (4), 318-321 (2007).
- Kittigul, L., et al. Norovirus GII-4 2006b variant circulating in patients with acute Thailand during a 2006-2007 study. J. Med. Virol. 82 (5), 854-860 (2010).
- Teunis, P. F., et al. Norwalk virus: how infectious is it. J. Med. Virol. 80 (8), 1468-1476 (2008).
- Wollants, E., et al. Evaluation of a norovirus sampling method using sodium dodecyl sulfate/EDTA-pretreated chromatography paper strips. J. Virol. Methods. 122, 45-48 (2004).
- Weir, M. H., Shibata, T., Masago, Y., Cologgi, D., Rose, J. B. The Effect of Surface Sampling and Recovery of Viruses and Non-Spore Forming Bacteria on a QMRA Model for Fomites. Environ. Sci. Technol. 50 (11), 5945-5952 (2016).
- . Microbiology of food and animal feed-Horizontal method for determination of hepatitis A virus and norovirus in food using real-time RT-PCR. International Organization for Standardization (ISO). , (2013).
- Huslage, K., Rutala, W. A., Sickbert-Bennett, E., Weber, D. J. A quantitative approach to defining “high-touch” surfaces in hospitals. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 31 (8), 850-853 (2010).
- Wu, H. M., et al. A norovirus outbreak at a long-term-care facility: the role of environmental surface contamination. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 26 (10), 802-810 (2005).
- Ikner, L. A., Gerba, C. P., Bright, K. R. Concentration and recovery of viruses from water: a comprehensive review. Food Environ. Virol. 4 (2), 41-67 (2012).
- Gallimore, C. I., et al. Environmental monitoring for gastroenteric viruses in a pediatric primary immunodeficiency unit. J. Clin. Microbiol. 44 (2), 395-399 (2006).
- Ganime, A. C., et al. Dissemination of human adenoviruses and rotavirus species A on fomites of hospital pediatric units. Am J Infect Control. , (2016).
- Verani, M., Bigazzi, R., Carducci, A. Viral contamination of aerosol and surfaces through toilet use in health care and other settings. Am J Infect Control. 42 (7), 758-762 (2014).
