Summary

Pinne Prøvetaking metode for påvisning av humant Norovirus på overflater

Published: February 06, 2017
doi:

Summary

A macrofoam based sampling methodology was developed and evaluated for the detection and quantification of norovirus on environmental hard surfaces.

Abstract

Menneske noroviruses er en ledende årsak til epidemien og sporadisk gastroenteritt på verdensbasis. Fordi de fleste infeksjoner er enten spres direkte via person-til-person rute eller indirekte gjennom miljø overflater eller mat, forurenset fomites og livløse overflater er viktige kjøretøy for spredning av viruset i løpet av norovirus-utbrudd.

Vi utviklet og evaluert en protokoll ved hjelp macrofoam vattpinner for påvisning og typing av menneskelige noroviruses fra harde overflater. Sammenlignet med fiber-tipped vattpinner eller antistatiske våtservietter, macrofoam vattpinner tillate virus recovery (range 1,2 til 33,6%) fra toalettsete flater på opp til 700 cm 2. Protokollen omfatter trinn for utvinning av viruset fra vattpinner og ytterligere konsentrasjon av det virale RNA ved å bruke spinnkolonner. Totalt 127 (58,5%) av 217 penselprøver som hadde blitt samlet inn fra overflater i cruiseskip og langsiktig omsorg anlegg hvor norovirus gastroenteritt hadde værtrapportert testet positivt for GII norovirus ved RT-qPCR. Av disse var 29 (22,8%) kunne med hell genotypede. I konklusjonen, påvisning av norovirus om miljø overflater ved hjelp av protokollen vi utviklet kan bistå i å bestemme nivået av miljøforurensning ved utbrudd samt påvisning av virus når kliniske prøver er ikke tilgjengelig; det kan også legge til rette for overvåking av effektiviteten av utbedring strategier.

Introduction

Menneske noroviruses er en ledende årsak til epidemien og sporadisk akutt gastroenteritt på verdensbasis en, to, tre. Viruset er svært smittsom og overføring skjer ved direkte person til person interaksjon eller indirekte gjennom kontakt med forurenset mat, vann eller miljømessige overflater. Noroviruses kan kaste i lengre perioder og forlenget overlevelse av virus på miljø overflater er dokumentert en, to, tre. Under topp shedding, er milliarder av viruspartikler frigjort pr gram avføring, og oppkast også inneholder et tilstrekkelig antall viruspartikler for å forårsake infeksjon 4, 5, 6, 7, 8,ef "> 9, 10. I tillegg kan overføring av viruset mellom døde overflater og human hud lett oppstå i 2, 11, 12. Det kan således overvåkning av miljøforurensning bistå i utbrudds undersøkelser og i å vurdere effektiviteten av rensing og desinfeksjonsrutiner.

Flere miljøprøvetakings protokoller er blitt beskrevet for deteksjon av rotavirus, coliphage MS2, feline calicivirus (FCV), og bakteriofag P22 13, 14, 15, 16. Imidlertid validerings betingelser som er beskrevet i disse studier, inkludert rask uttørking (<1 time) og små overflateområder (25 x 100 cm 2), kan det ikke tilstrekkelig representere feltinnstillinger. I tillegg forventes lave forurensningsnivåer av Environmental overflater krever protokoller som er i stand til å oppdage svært få viruspartikler.

Vi utviklet en macrofoam basert overflate prøvetaking metode for påvisning og typing av norovirus. Denne metoden er validert i flere norovirus-utbrudd. Protokollen inkluderer 1) hvordan å samle penselprøver fra miljø overflater (2) hvordan du best kan opprettholde integriteten av prøvene under innsamling og forsendelse til laboratoriet, og 3) laboratorietesting og typing av norovirus.

Protocol

1. Swab Prøvetaking i felt Bruk en ren par hansker. Måle størrelsen på samplingsområdet uten å berøre overflaten ved hjelp av et målebånd eller linjal. Prøv å anslå området så nøyaktig som mulig og fylle ut et rapportskjema (Supplerende tabell 1). Sjekk pinne kit for mulige lekkasjer og etiketten prøvetransportveske og penselsett. Flytt pinnen over prøvetakingsområdet som følger: ett slag i horisontal retning, ett slag i vertikal retning, og et…

Representative Results

Figur 1 viser et flytskjema av prøvetagnings vattpinnen protokollen. Denne protokollen består av fire hovedtrinn; 1) prøvetaking, 2) prøveoppbevaring og transport, 3) viralt RNA rensning og konsentrasjon og 4) RT-qPCR-analyse og genotyping. Figur 1: Flytskjema av den endelige protokollen for miljø overflaten prøvetaking av nor…

Discussion

Noroviruses har en 50% menneskelig smittende dose mellom 18 og 10 tre viruspartikler 20. Derfor kan til og med lavt nivå forurensning av overflater utgjør et offentlig helserisikoen. Flere aspekter av prøvetakingspinne protokollen ble evaluert inkludert: 1) ulike pensel materialer, 2) oppbevaring tilstand spinner under transport, 3) viral RNA konsentrasjon, og 4) coliphage MS2 som intern utvinning kontroll.

Inntil nylig hadde bare resultatene for kompres…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors have no acknowledgements.

Materials

Generic name for kits
Macrofoam swab Premoistened EnviroMax Swab kit  Puritan 2588060PFUW
 RNA Lysis buffer  CDC UNEX buffer Microbiologics Cat No MR0501
RNA extraction spin column Midi column Omega Biotek Cat No R6664-02
RNA purification spin column Zymol RNA Clean and Concentrator kit  Zymo Research Cat No R1016
Real time RT-PCR kit AgPath kit One-Step RT-PCR Kit Life Technologies Cat No 4387391
Conventional RT-PCR kit Qiagen one step RT-PCR kit Qiagen kit Cat No 210212
Gel extraction kit Qiagen QIAquick gel extraction kit Qiagen kit Cat No 28704 or 28706
Coliphage MS2 ATCC Cat No 15597-B1
RNA run-off transcripts Bacteriophage MS2 (ATCC No. 15597-B1) can be cultivated using Escherichia coli (E.coli) Famp (ATCC No. 700891). 
Realtime PCR platform Applied Biosystems Model ABI 7500 GI and GII RNA run off transcripts were quantified spectrophotometrically at A260, diluted in diethyl pyrocarbonate-treated water to 1 × 106 copies/ μl, and stored at −80°C with 1.0 U /μl RNasin (Promega, Madison, WI). 
Optical 96-well reaction plate Thermo Scientific Cat No 4316813
MicroAmp Clear Adhesive Film  Thermo Scientific Cat No 4306311

References

  1. Isakbaeva, E. T., et al. Norovirus transmission on cruise ship. Emerg. Infect. Dis. 11, 154-158 (2005).
  2. Lopman, B. A., Gastañaduy, P., Park, G. W., Hall, A. J., Parashar, U. D., Vinjé, P. Environmental transmission of norovirus gastroenteritis. Curr. Opin. Virol. 2 (1), 1-7 (2011).
  3. Malek, M., et al. Outbreak of norovirus infection among river rafters associated with packaged delicatessen meat, Grand Canyon, 2005. Clin Infect Dis. 48 (1), 31-37 (2009).
  4. Atmar, R. L., et al. Norwalk virus shedding after experimental human infection. Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1553-1557 (2008).
  5. Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. Norovirus gastroenteritis. N. Engl. J. Med. 361 (18), 1776-1785 (2009).
  6. Park, G. W., et al. Evaluation of a New Environmental Sampling Protocol for Detection of Human Norovirus on Inanimate Surfaces. Appl. Environ. Microbiol. 81 (17), 5987-5992 (2015).
  7. Barker, J., Jones, M. V. The potential spread of infection caused by aerosol contamination of surfaces after flushing a domestic toilet. J. Appl. Microbiol. 99, 339-347 (2005).
  8. Tung-Thompson, G., Libera, D. A., Koch, K. L., de Los Reyes, F. L., Jaykus, L. A. Aerosolization of a Human Norovirus Surrogate, Bacteriophage MS2, during Simulated Vomiting. PloS one. 10, 0134277 (2015).
  9. Atmar, R. L., et al. Determination of the 50% human infectious dose for Norwalk virus. J. Infect. Dis. 209 (7), 1016-1022 (2014).
  10. Petrignani, M., van Beek, J., Borsboom, G., Richardus, J. H., Koopmans, M. Norovirus introduction routes into nursing homes and risk factors for spread: a systematic review and meta-analysis of observational studies. J. Hosp. Infect. 89 (3), 163-178 (2015).
  11. . Centers for Disease Control Prevention. Norovirus outbreak in an elementary school–District of Columbia, February 2007. MMWR. Morb. Mortal. Wkly. Rep. 56 (51-52), 1340-1343 (2008).
  12. Cheesbrough, J. S., Barkess-Jones, L., Brown, D. W. Possible prolonged environmental survival of small round structured viruses. J. Hosp. Infect. 35, 325-326 (1997).
  13. Julian, T. R., Tamayo, F. J., Leckie, J. O., Boehm, A. B. Comparison of surface sampling methods for virus recovery from fomites. Appl. Environ. Microbiol. 77, 6918-6925 (2011).
  14. Taku, A., et al. Concentration and detection of caliciviruses from food contact surfaces. J. Food. Prot. 65, 999-1004 (2002).
  15. Scherer, K., Ellerbroek, L., Schulenburg, J., Johne, R., Klein, G. Application of a swab sampling method for the detection of norovirus and rotavirus on artifically contaminated food and environmental surfaces. Food. Environ. Virol. 1 (42), 42-49 (2009).
  16. Herzog, A. B., et al. Evaluation of sample recovery efficiency for bacteriophage P22 on fomites. Appl. Environ. Microbiol. 78, 7915-7922 (2012).
  17. Vega, E., et al. CaliciNet: A Novel Surveillance Network for Norovirus Gastroenteritis Outbreaks in the United States. Emerging Infectious Diseases. 17 (8), 1389-1395 (2011).
  18. Rolfe, K. J., et al. An internally controlled, one-step, real-time RT-PCR assay for norovirus detection and genogrouping. J Clin Virol. 39 (4), 318-321 (2007).
  19. Kittigul, L., et al. Norovirus GII-4 2006b variant circulating in patients with acute Thailand during a 2006-2007 study. J. Med. Virol. 82 (5), 854-860 (2010).
  20. Teunis, P. F., et al. Norwalk virus: how infectious is it. J. Med. Virol. 80 (8), 1468-1476 (2008).
  21. Wollants, E., et al. Evaluation of a norovirus sampling method using sodium dodecyl sulfate/EDTA-pretreated chromatography paper strips. J. Virol. Methods. 122, 45-48 (2004).
  22. Weir, M. H., Shibata, T., Masago, Y., Cologgi, D., Rose, J. B. The Effect of Surface Sampling and Recovery of Viruses and Non-Spore Forming Bacteria on a QMRA Model for Fomites. Environ. Sci. Technol. 50 (11), 5945-5952 (2016).
  23. . Microbiology of food and animal feed-Horizontal method for determination of hepatitis A virus and norovirus in food using real-time RT-PCR. International Organization for Standardization (ISO). , (2013).
  24. Huslage, K., Rutala, W. A., Sickbert-Bennett, E., Weber, D. J. A quantitative approach to defining “high-touch” surfaces in hospitals. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 31 (8), 850-853 (2010).
  25. Wu, H. M., et al. A norovirus outbreak at a long-term-care facility: the role of environmental surface contamination. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 26 (10), 802-810 (2005).
  26. Ikner, L. A., Gerba, C. P., Bright, K. R. Concentration and recovery of viruses from water: a comprehensive review. Food Environ. Virol. 4 (2), 41-67 (2012).
  27. Gallimore, C. I., et al. Environmental monitoring for gastroenteric viruses in a pediatric primary immunodeficiency unit. J. Clin. Microbiol. 44 (2), 395-399 (2006).
  28. Ganime, A. C., et al. Dissemination of human adenoviruses and rotavirus species A on fomites of hospital pediatric units. Am J Infect Control. , (2016).
  29. Verani, M., Bigazzi, R., Carducci, A. Viral contamination of aerosol and surfaces through toilet use in health care and other settings. Am J Infect Control. 42 (7), 758-762 (2014).
check_url/fr/55205?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Park, G. W., Chhabra, P., Vinjé, J. Swab Sampling Method for the Detection of Human Norovirus on Surfaces. J. Vis. Exp. (120), e55205, doi:10.3791/55205 (2017).

View Video