oppdragelse<em> Ixodes scapularis,</em> The Black-legged Tick: Feeding Immature Stages på Mus
Summary
Produksjonen av sunne laboratorie oppdratt flått er viktig å studier på kryss biologi, og kryss-patogen interaksjoner. Her viser vi en enkel protokoll for umoden tick fôring som er kostnadseffektivt og mindre stressende for mus.
Abstract
Ixodes scapularis , vektoren av Lyme sykdom, er en av de viktigste sykdomsvektorer i øst og Midtvesten. Denne arten er en tre vert tick som krever et blod måltid fra en vertebrate vert for hvert utviklingsstadium, og de voksne kvinnene krever et blod måltid for reproduksjon. Larval flått festes til verten i 3 – 5 dager for fôring og slipp av verten når den er fullstendig engorged. Denne avhengigheten av flere forskjellige verter og den lange vedleggstiden for engorgement kompliserer tikkeoppdrett i laboratorieinnstillingen. For å forstå kryssbiologi og kryss-patogen-interaksjoner er imidlertid produksjon av sunne, laboratorieoppdrett flått nødvendig. Her demonstrerer vi en enkel, kostnadseffektiv protokoll for umodne kryssfôring på mus. Vi endret de eksisterende protokollene for redusert stress på mus og økt fiksing av fôringssuksess og overlevelse ved bruk av engangsbur uten maskebunn for å unngå kontakt med flått with vann som er forurenset med mus urin og avføring.
Introduction
Ticks er obligatorisk hematofag ectoparasites av vertebrater og distribueres over hele verden. I USA er minst 11 arter av flått vektorer av patogener av folkehelsemessig betydning 1 . Ixodes scapularis er ansvarlig for overføring av flere patogener, som forårsaker av Lyme sykdom ( Borrelia burgdorferi ) relapsing feber ( B. miyamotoi), human granulocytisk anaplasmosis ( Anaplasma phagocytophilum ) og babesiosis (Babesia spp.). Til tross for viktigheten av I. scapularis som en sykdomsvektor, er det ikke alltid mulig å samle disse arachnider i overflod fra naturen til studier i laboratoriet. Derfor er produksjon av friske laboratorieoppdrett flått nødvendig for studier av fekbiologi og kryss-patogen-interaksjoner.
Livssyklusen til alle harde flått (familie Ixodidae), inkludert I. scapularis, består av egget og tre aktivaE stadier: larver, nymf og voksen. Hver aktiv fase fôrer på en vertebrat vert. De komplekse interaksjonene som foregår mellom flått og verter over flere dager med vedlegg og fôring er nesten umulig å replikere ved hjelp av kunstige matere, og er usannsynlig å gi nok antall matte flått til massestall 2 , 3 , 4 . Derfor brukes levende mus og kaniner hyppigst som verter for oppdrett av umodne (larver og nymfer), og modne stadier (voksne) av flått, henholdsvis. Kravet på flere verter for blodfôring under hvert utviklingsstadium kompliserer kryssoppdrett, og er tid og kostnadskrevende 5 , 6 , 7 . De fleste kryssopdriftsprotokoller krever at musene holdes i et hengslet kabinett 7 , 8 eller i sylindrisk ca.Ge av slike dimensjoner at dyret ikke kan bevege seg fritt og gifte seg selv 6 , 9 , 10 .
Disse sylindriske burene overføres senere til en skoboksbur med et nettgitter. Engorged, frittliggende flått blir deretter samlet fra vannet under. Imidlertid resulterer denne metoden i å utsette matte flått til vann forurenset med urin og avføring som kan øke soppvekst og kryssdødelighet 9 . I tillegg øker det muligheten for tippflukt fra vannet, samt forårsaker stress til mus. For å omgå disse problemene demonstrerer vi her larvkryssfôring på mus i engangsskobber av plastskoboks. Denne metoden tillater normal oppførsel av mus, øker engorged tick recovery, og reduserer tick mortality på grunn av forurensning.
Protocol
Representative Results
Discussion
Kritiske trinn i protokollen
Det er viktig å ha flere nivåer av sikkerhetstiltak når oppdragelse flått å unngå utilsiktet flukt. Bruk av tape og en vannvollgrav er avgjørende for å ivareta sikkerheten. Det er viktig å holde en bedøvet mus på en varmepute for å holde kroppstemperaturen konstant. Vi fant også at å barbere musa ikke gir noen ekstra fordel for tick vedlegg. En person mus kan holdes i samme bur for en uke i et utpekt "tick rom" som ytterligere begrenser konta…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors acknowledge the help from the staff of Laboratory Animal Medicine, University of Nevada, Reno. MM received funding from Nevada INBRE.
Materials
| Puralube vet ointment | Amazon | Available from any Pet store or online store | |
| Disposable mouse cage | Innovive, San Diego, CA | MV 2 | Set of bottom and lid |
| White Alpha dri bedding | Lab Supply, Fort Worth, TX | ALPHA-Dri™ |
References
- Gleim, E. R., et al. Factors associated with tick bites and pathogen prevalence in ticks parasitizing humans in Georgia, USA. Parasites & Vectors. 9 (125), 1-13 (2016).
- Krober, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends Parasitol. 23 (9), 445-449 (2007).
- Kuhnert, F. Feeding of Hard Ticks In Vitro: New Perspectives for Rearing and for the Identification of Systemic Acaricides. ALTEX. 13 (2), 76-87 (1996).
- Voigt, W. P., et al. In vitro feeding of instars of the ixodid tick Amblyomma variegaturn on skin membranes and its application to the transmission of Theileria mutans and Cowdria ruminantium. Parasitol. 107, 257-263 (1993).
- Gregson, J. D., Smith, C. N. Ticks. Insect Colonization and Mass Production. , 49-72 (1966).
- Sonenshine, D. E. . Biology of Ticks. 2, (1993).
- Bouchard, K. R., Wikel, S. K., Marquaedt, W. C. Care, maintenance, and experimental infestation of ticks in the laboratory setting. Biology of Disease Vectors. , 705-711 (2005).
- Schumaker, T. S., Barros, D. M. Life cycle of Ornithodoros (Alectorobius) talaje. (Acari:Argasidae) in laboratory. J Med Entomol. 32, 249-254 (1995).
- Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. Laboratory life cycle of Ixodes woodi (Acari:Ixodidae). J. Med. Entomol. 35, 177-179 (1998).
- James, A. M., Oliver, J. H. Feeding and host preference of immature Ixodes dammini,I.scapularis,and I.pacificus.(Acari:Ixodidae). J. Med. Entomol. 27, 324-330 (1990).
