Summary

Expansión y Adipogénesis Inducción de Progenitores Adipocíticos de Tejido Adiposo Perivascular Aislado por Clasificación de Células Magnéticas Activadas

Published: June 30, 2017
doi:

Summary

Aquí se informa un método para el aislamiento de las poblaciones de células progenitoras de adipocitos (APC) de tejido adiposo perivascular (PVAT) utilizando clasificación de células activadas magnéticamente (MCS). Este método permite un mayor aislamiento de APC por gramo de tejido adiposo cuando se compara con la Clasificación de Células Activadas por Fluorescencia (FACS).

Abstract

La expansión del tejido adiposo perivascular (PVAT), un regulador principal de la función vascular a través de la señalización paracrina, está directamente relacionada con el desarrollo de la hipertensión durante la obesidad. El grado de hipertrofia e hiperplasia depende de la localización del depósito, el sexo y el tipo de fenotipos de la célula progenitora de los adipocitos (APC) presentes. Las técnicas utilizadas para el aislamiento de APC y preadipocitos en los últimos 10 años han mejorado drásticamente la precisión con la que se pueden identificar células individuales basadas en marcadores de superficie celular específicos. Sin embargo, el aislamiento de APC y adipocitos puede ser un desafío debido a la fragilidad de la célula, especialmente si la célula intacta debe ser retenida para aplicaciones de cultivo celular.

Clasificación de células activadas magnéticamente ( MCS) proporciona un método para aislar mayor número de APC viables por unidad de peso de tejido adiposo. APC cosechado por MCS se puede utilizar para protocolos in vitro para expandir preaDipocitos y los diferencian en adipocitos mediante el uso de cócteles de factores de crecimiento que permiten el análisis del potencial prolífico y adipogénico retenido por las células. Este experimento se centró en los depósitos aórticos y mesentéricos PVAT, que desempeñan un papel clave en el desarrollo de enfermedades cardiovasculares durante la expansión. Estos protocolos describen métodos para aislar, expandir y diferenciar una población definida de APC. Este protocolo MCS permite que el aislamiento se utilice en cualquier experimento donde la clasificación de células es necesaria con un mínimo de equipo o entrenamiento. Estas técnicas pueden ayudar a experimentos adicionales para determinar la funcionalidad de poblaciones celulares específicas basadas en la presencia de marcadores de superficie celular.

Introduction

El tejido adiposo perivascular (PVAT), debido a su proximidad a los vasos sanguíneos, es un componente principal de señalización parácrina en la función vascular 1 . La expansión de este tejido adiposo depende del fenotipo de las células progenitoras de adipocitos (APC) presente 2 , 3 . El aislamiento de las células de los tejidos adiposos es difícil ya que los adipocitos primarios son frágiles, flotantes y de tamaño. Ciertas técnicas de aislamiento también pueden alterar el fenotipo celular y la morfología mediante el aumento de la síntesis de proteínas inflamatorias y la reducción de la expresión génica adipogénica 4 , haciendo hincapié en la importancia de un protocolo que mantiene la integridad de las células.

El cultivo de células primarias y subpoblaciones de preadipocitos específicos da un enfoque reduccionista al crecimiento in vivo y mantiene el equivalente genético celular 5 , aunque el trabajo tiMe con estas células se limita debido al deterioro con el envejecimiento, o la senescencia [ 6] . Los preadipocitos de varios depósitos adiposos, incluyendo los depósitos subcutáneos y omentales, también demuestran diferencias en la proliferación 7 , lo que enfatiza la importancia de recoger células de sitios anatómicos específicos. Las células precursoras de depósitos adiposos blancos no PVAT se han caracterizado en estudios previos 7 , 8 , 9 , pero se conoce menos sobre los fenotipos APAT de PVAT.

Las técnicas descritas aquí permiten el análisis de poblaciones de APC específicas y definidas con un impacto mínimo en su morfología, viabilidad y potencial de proliferación y diferenciación. Clasificación de células activadas magnéticamente (MCS) es susceptible a aplicaciones de aguas abajo, tales como cultivo, ya que las perlas se disuelven sin alterar la célula. MCS también es económico, y una vez que el anticuerpo conCentraciones han sido estandarizadas, la necesidad de análisis de citometría de flujo es mínima. Los estudios in vitro con precursores de PVAT también pueden dar una idea del potencial que estas células primarias pueden tener.

Protocol

Todos los procedimientos descritos en este documento siguen las directrices establecidas por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Estatal de Michigan. Todos los amortiguadores y medias deben protegerse de la luz. 1. Preparación de amortiguadores, medios e instrumentos Preparar solución de Krebs Ringer bicarbonato-tampón (KRBB): cloruro de sodio 135 mM, cloruro de potasio 5 mM, sulfato de magnesio 1 mM, fosfato de potasio dibásico 0,4 …

Representative Results

La capacidad proliferativa de los preadipocitos y el potencial adipogénico de los precursores de adipocitos son características que se mantienen in vitro 11 . Se evaluó la proliferación in vitro de SVF y APC aisladas a partir de aPVAT, mPVAT y GON de ratas macho a las 8, 24, 48 y 96 h después de la galjanoplastia usando un ensayo de ADN cuantitativo. No se observaron diferencias de sitio en la tasa de expansión de SVF en ningún momento, ex…

Discussion

El foco central del presente experimento es el aislamiento, la expansión y la inducción adipogénica de APC a partir de depósitos de PVAT. Aquí presentamos un protocolo para el aislamiento de APC basado en la identificación de células que expresan los marcadores de superficie CD34 y PDGFRα. Estas proteínas de superficie se identificaron previamente en APC con altas tasas de proliferación y el potencial para diferenciarse en adipocitos blancos o marrones en varios depósitos adiposos 14 <…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los Laboratorios Contreras y Watts y el Dr. William Raphael. Estos experimentos fueron apoyados por NHLBI F31 HL128035-01 (estandardización del protocolo de digestión del tejido), NHLBI 5R01HL117847-02 y 2P01HL070687-11A1 (animales), y NHLBI 5R01HL117847-02 (aislamiento celular y cultivo).

Materials

Tissue Dissection
Dissecting Dishes Handmade with Silicone
Culture Petri Dish Pyrex 7740 Glass
Silicone Elastomer Dow Corning Sylgard 170 Kit
Braided Silk Suture Harvard Apparatus 51-7615 SP104
Stereomicroscope MZ6 Leica 10447254
Stereomaster Microscope Fiber-Optic Light Source Fisher Scientific 12562-36
Vannas Scissors George Tiemann & Co 160-150
Splinter Forceps George Tiemann & Co 160-55
Tissue Scissors George Tiemann & Co 105-400
KRBB Solution
Sodium Chloride Sigma-Aldrich 7647-14-5
Potassium Chloride Sigma-Aldrich 7447-40-7
Magnesium Sulfate Sigma-Aldrich 7487-88-9
Potassium Phosphate Dibasic Sigma-Aldrich 7758-114
Glucose Sigma-Aldrich 50-99-7
Antibiotic/Antimicotic Corning 30-004-CI
HEPES Corning 25-060-CI
Tissue Digestion
Collagenase Type 1 Worthington Biochemical LS004196
Bovine Serum Albumin Fisher Scientific 9048-46-8
Red Blood Cell Lysis Buffer BioLegend 420301 1X Working Solution
Water Bath Thermo-Fisher Scientific 2876 Reciprocal Shaking Bath
Biosafety Cabinet Thermo-Fisher Scientific 1385
Rotisserie Incubator Daigger EF4894C
100 µm Cell Strainer Thermo-Fisher Scientific 22-363-549 Yellow
40 µm Cell Strainer Thermo-Fisher Scientific 22-363-547 Blue
Hemocytometer Cole-Parmer UX-79001-00
Trypan Blue Sigma-Aldrich 93595
Cell Isolation
OctoMACS Kit Miltenyi Biotech 130-042-108
(DMEM):F12 Medium Corning 90-090 Medium Base
Fetal Bovine Serum Corning 35016CV USA Origins
Normal Donkey Serum AbCam AB7475
Anti-CD34 Santa Cruz SC-7324 FITC conjugated
Anti-PDGFRα Thermo-Fisher Scientific PA5-17623
Donkey Anti-Rabbit IgG Jackson ImmunoResearch 712-007-003
PBS 10X Corning 46-013-CM 1X Working Solution
EDTA Fisher Scientific 15575020
Cell Culture
CO2 Cell Incubator Thermo-Fisher Scientific 51030285 Heracell 160i 
6-Well Plates Corning 3516 TC-Treated
48- Well Plates Corning 3548 TC-Treated
96-Well Plates, Black Wall Corning 353376 TC-Treated
Sodium Bicarbonate Sigma-Aldrich 144-55-8 TC-Treated
Fetal Calf Serum Corning 35011CV USA Origins
Ascorbic Acid Sigma-Aldrich 50-81-7
Biotin Sigma-Aldrich 58-85-5
Pantothenate Sigma-Aldrich 137-08-6
L-Glutamine Corning 61-030
Bone Morphogenic Protein 4 Prospec Bio CYT-081
Epidermal Growth Factor PeproTech 400-25
Leukemia Inhibitory Factor PeproTech 250-02
Platelet-derived Growth Factor BB Prospec Bio CYT-740
Basic Fibroblast Growth Factor PeproTech 450-33
Insulin Corning 25-800-CR ITS Solution
IBMX Sigma-Aldrich 28822-58-4
Dexamethasone Sigma-Aldrich 50-02-2
T3 (Triiodothyronine) Sigma-Aldrich 6893-023
Cell Analysis
CyQUANT Proliferation Assay Thermo-Fisher Scientific C7026
AdipoRed Fluorescence Assay Reagent Lonza PT-7009
Oil Red O Lipid Dye Reagent Sigma-Aldrich O1391 In Solution
M1000 Microplate Reader Tecan
Eclipse Inverted Microscope Nikon
Digital Sight DS-Qil Camera Nikon

References

  1. Watts, S. W., et al. Chemerin connects fat to arterial contraction. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (6), 1320-1328 (2013).
  2. Dodson, M. V., et al. Adipose depots differ in cellularity, adipokines produced, gene expression, and cell systems. Adipocyte. 3 (4), 236-241 (2014).
  3. Police, S. B., Thatcher, S. E., Charnigo, R., Daugherty, A., Cassis, L. A. Obesity promotes inflammation in periaortic adipose tissue and angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 29 (10), 1458-1464 (2009).
  4. Ruan, H., Zarnowski, M. J., Cushman, S. W., Lodish, H. F. Standard isolation of primary adipose cells from mouse epididymal fat pads induces inflammatory mediators and down-regulates adipocyte genes. J Biol Chem. 278 (48), 47585-47593 (2003).
  5. Stacey, G. . in eLS. , (2001).
  6. Swim, H. E., Parker, R. F. Culture characteristics of human fibroblasts propagated serially. Am J Hyg. 66 (2), 235-243 (1957).
  7. Van Harmelen, V., Rohrig, K., Hauner, H. Comparison of proliferation and differentiation capacity of human adipocyte precursor cells from the omental and subcutaneous adipose tissue depot of obese subjects. Metabolism. 53 (5), 632-637 (2004).
  8. Roncari, D. A., Lau, D. C., Kindler, S. Exaggerated replication in culture of adipocyte precursors from massively obese persons. Metabolism. 30 (5), 425-427 (1981).
  9. Church, C. D., Berry, R., Rodeheffer, M. S. Isolation and study of adipocyte precursors. Methods Enzymol. 537, 31-46 (2014).
  10. Fontana, L., Eagon, J. C., Trujillo, M. E., Scherer, P. E., Klein, S. Visceral fat adipokine secretion is associated with systemic inflammation in obese humans. Diabetes. 56 (4), 1010-1013 (2007).
  11. Tchkonia, T., et al. Fat depot-specific characteristics are retained in strains derived from single human preadipocytes. Diabetes. 55 (9), 2571-2578 (2006).
  12. Macotela, Y., et al. Intrinsic differences in adipocyte precursor cells from different white fat depots. Diabetes. 61 (7), 1691-1699 (2012).
  13. Contreras, G. A., Thelen, K., Ayala-Lopez, N., Watts, S. W. The distribution and adipogenic potential of perivascular adipose tissue adipocyte progenitors is dependent on sexual dimorphism and vessel location. Physiol Rep. 4 (19), (2016).
  14. Lee, Y. H., Petkova, A. P., Granneman, J. G. Identification of an adipogenic niche for adipose tissue remodeling and restoration. Cell Metab. 18 (3), 355-367 (2013).
  15. Lee, Y. H., Petkova, A. P., Mottillo, E. P., Granneman, J. G. In vivo identification of bipotential adipocyte progenitors recruited by beta3-adrenoceptor activation and high-fat feeding. Cell Metab. 15 (4), 480-491 (2012).
  16. Ahrens, M., et al. Expression of human bone morphogenetic proteins-2 or -4 in murine mesenchymal progenitor C3H10T1/2 cells induces differentiation into distinct mesenchymal cell lineages. DNA Cell Biol. 12 (10), 871-880 (1993).
  17. Bowers, R. R., Lane, M. D. A role for bone morphogenetic protein-4 in adipocyte development. Cell Cycle. 6 (4), 385-389 (2007).
  18. Schulz, T. J., Tseng, Y. H. Emerging role of bone morphogenetic proteins in adipogenesis and energy metabolism. Cytokine Growth Factor Rev. 20 (5-6), 523-531 (2009).
  19. Choi, J. R., et al. In situ normoxia enhances survival and proliferation rate of human adipose tissue-derived stromal cells without increasing the risk of tumourigenesis. PLoS One. 10 (1), 0115034 (2015).
  20. Gupta, R. K., et al. Zfp423 expression identifies committed preadipocytes and localizes to adipose endothelial and perivascular cells. Cell Metab. 15 (2), 230-239 (2012).
  21. Rodeheffer, M. S., Birsoy, K., Friedman, J. M. Identification of white adipocyte progenitor cells in vivo. Cell. 135 (2), 240-249 (2008).
  22. Scott, M. A., Nguyen, V. T., Levi, B., James, A. W. Current methods of adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 20 (10), 1793-1804 (2011).
  23. Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-dimensional cell culture systems and their applications in drug discovery and cell-based biosensors. Assay Drug Dev Technol. 12 (4), 207-218 (2014).
check_url/fr/55818?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Thelen, K., Ayala-Lopez, N., Watts, S. W., Contreras, G. A. Expansion and Adipogenesis Induction of Adipocyte Progenitors from Perivascular Adipose Tissue Isolated by Magnetic Activated Cell Sorting. J. Vis. Exp. (124), e55818, doi:10.3791/55818 (2017).

View Video