Summary

海馬シータバンドのチューニング<em>インビトロ</em>:隔離されたげっ歯類胸腺腫回路からの記録方法

Published: August 02, 2017
doi:

Summary

ここでは、分離された全海馬調製物からのリズミカルなニューロンネットワークのシータおよびガンマ振動を記録するためのプロトコルを提示する。我々は、海馬の抽出からフィールド、ユニタリーおよび全細胞のパッチクランプ記録ならびにテータリズムの光発生ペーシングの詳細までの実験ステップを記載する。

Abstract

このプロトコールは、WTおよびトランスジェニックマウスの単離された全海馬からの調製および記録のための手順、ならびにシータ振動の研究のための最近の方法論および適用の概要を概説する。単離された海馬調製物の簡単な特徴付けが提示され、それにより、角膜アンモニア-1(CA1)および漿膜(SUB)領域のピラミッド細胞およびGABA作動性介在ニューロンの活性とともに、内部海馬θオシレータ間の関係が調べられる。全体的に、本発明者らは、単離された海馬がインビトロで固有のシータ振動生成することができ、海馬内で生成されたリズムが、パルブアルブミン陽性(PV)介在ニューロンの光発生刺激によって正確に操作され得ることを示す。 インビトロで単離された海馬調製物は、視覚的に同定されたneuからの同時のフィールドおよび細胞内パッチクランプ記録を使用する独特の機会を提供するシータ・リズムの生成メカニズムの理解を深めています。

Introduction

海馬のシータ振動(4から12 Hz)は哺乳動物の脳におけるリズム活性の最も優勢な形態の中で、そのようなエピソードメモリ1、2、3の時空間情報及び形成の処理として、認知機能に重要な役割を果たしていると考えられています。空間ナビゲーションと病変の研究、ならびに臨床的証拠を有するシータ変調場所細胞の関係を強調いくつかのin vivo研究は、海馬のシータ振動が記憶形成4、5、6、関連するメカニズムに関与しているという見解を支持しながら海馬の生成は、まだ完全に理解されていない。初期のインビボでの研究では、シータ活性は主として外因性オシレータ、特にリズム入力に依存していることが示唆された求心性脳構造から、このような隔壁及び嗅内皮質7、8、9、10として。一緒に海馬ニューロンの特性を有する海馬ニューラルネットワークの内部接続- -内因性因子の役割はまた、in vitroの観察11、12、13、14、15、16、17、18に基づいて仮定されました。しかし、離れていくつかの画期的な研究19、20、21、 体外スライス標本シンプルに生理的に現実的な人口の活動を複製することができなアプローチを開発する上での困難から長い間、海馬の固有の能力および関連領域のより詳細な実験的検討が、シータ振動を自己生成するのを遅らせてしまった。

インビトロ薄切片実験の標準的な設定の重要な欠点は、脳構造の3D細胞およびシナプス組織が通常損なわれていることである。これは、局所的なグループ(半径1mm以下)から1つ以上の脳領域(> 1mm)にわたって広がるニューロンの集団に及ぶ、空間的に分布した細胞アセンブリに基づく協調的ネットワーク活動の多くの形態がサポートされないことを意味する。これらの考察を考慮して、シータ振動が海馬でどのように現れ、関連する皮質および皮質下の出力構造に伝播するかを研究するために、異なるタイプのアプローチが必要であった。

近年、双方向性を調べるための「完全なsepto-hippocampal」準備の初期の開発2つの構造22の構造、およびその後の「単離された海馬」調製の進化は、固有のシータ振動が外的な律動的な入力23を欠く海馬において自発的に起こることを明らかにした。これらのアプローチの値は、これらの領域の全体の機能構成は、インビトロ 22 におけるシータリズム発生器として機能するために保存しなければならなかった最初の洞察です。

Protocol

すべての手順は、McGill University Animal Care CommitteeとCanadian Animal Care Councilによって承認されたプロトコールとガイドラインに従って行われています。 1.急性海馬のインビトロ調製注:インタクトな海馬調製物を単離するには、(1)溶液および装置の準備、(2)海馬の解剖および(3)固有のシータ振動の生成に必要な速い灌流速度システムの設定?…

Representative Results

このセクションは、インビトロでマウス単離された海馬調製物におけるシータ振動を研究することによって得られ得る結果の例を説明する。単離された海馬を抽出するための解剖手順を図1に示す 。この準備を使用して、複数のフィールド電極の配置中に固有のシータ振動を検査し、全体的な活動を記録?…

Discussion

急性海馬スライスからの電気生理学的記録は標準的なインビトロ技術を構成するが、ここに提示される方法は従来のアプローチとは実質的に異なる。特定の細胞層が表面で可視であり、直接検査することができる薄いスライス調製物とは異なり、インタクトな海馬調製物は、個々の層を横切って電極を標的脳領域に下ろすインビボ配置にさらに類似しいる。海馬の完全?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、カナダの健康研究および自然科学研究所によって支援されました。

Materials

Reagents
Sodium Chloride Sigma Aldrich S9625
Sucrose Sigma Aldrich S9378
Sodium Bicarbonate Sigma Aldrich S5761
NaH2PO4 – sodium phosphate monobasic Sigma Aldrich S8282
Magnesium sulfate Sigma Aldrich M7506
Potassium Chloride Sigma Aldrich P3911
D-(+)-Glucose Sigma Aldrich G7528
Calcium chloride dihydrate Sigma Aldrich C5080
Sodium Ascorbate Sigma Aldrich A7631-25G
Name Company Catalog Number Comments
Equipment
Standard Dissecting Scissors Fisher Scientific 08-951-25 brain extraction
Scalpel Handle #4, 14cm WPI 500237 brain extraction
Filter forceps, flat jaws, straight (11cm) WPI 500456 brain extraction
Paragon Stainless Steel Scalpel Blades #20 Ultident 02-90010-20 brain extraction
Fine Point Curved Dissecting Scissors Thermo Fisher Scientific 711999 brain extraction
Teflon (PTFE) -coated thin spatula VWR 82027-534 hippocampal preparation
Hayman Style Microspatula Fisher Scientific 21-401-25A hippocampal preparation
Lab spoon Fisher Scientific 14-375-20 hippocampal preparation
Borosilicate Glass Pasteur Pipets Fisher Scientific 13-678-20A hippocampal preparation
Droper Fisher Scientific hippocampal preparation
Razor blades Single edged VWR 55411-055 hippocampal preparation
Lens paper (4X6 inch) VWR 52846-001 hippocampal preparation
Glass petri dishes (100 x 20 mm) VWR 25354-080 hippocampal preparation
Plastic tray for ice; size 30 x 20 x 5 cm n.a. n.a. hippocampal preparation
Single Inline Solution Heater Warner Instruments SH-27B perfusion system
Aquarium air stones for bubbling n.a. n.a. perfusion system
Tygon E-3603 tubing (ID 1/16 OD 1/8) Fisherbrand 14-171-129 perfusion system
Electric Skillet Black & Decker n.a. perfusion system
95% O2/5% CO2 gas mixture (carbogen)  Vitalaire SG466204A perfusion system
Glass bottles/flasks (4 x 1 L) n.a. n.a. perfusion system
Submerged recording Chamber custom design (FM) n.a. Commercial alternative may be used
Glass pipettes (1.5 / 0.84 OD/ID (mm) ) WPI 1B150F-4 electrophysiology
Hum Bug 50/60 Hz Noise Eliminator Quest Scientific Q-Humbug electrophysiology
Multiclamp 700B patch-clamp amplifier Molecular devices MULTICLAMP electrophysiology
Multiclamp 700B Commander Program Molecular devices MULTICLAMP electrophysiology
Digital/Analogue converter Molecular devices DDI440 electrophysiology
PCLAMP10 Molecular devices PCLAMP10 electrophysiology
Vibration isolation table  Newport n.a. electrophysiology
Micromanipulators (manually operated ) Siskiyou  MX130 electrophysiology (LFP)
Micromanipulators (automated) Siskiyou  MC1000e electrophysiology (patch)
Audio monitor  A-M Systems Model 3300 electrophysiology
Micropipette/Patch pipette puller Sutter P-97 electrophysiology
Custom-built upright fluorescence microscope Siskiyou n.a. Imaging
Analogue video camera COHU 4912-2000/0000 Imaging
Digital frame grabber with imaging software EPIX, Inc PIXCI-SV7 Imaging
Olympus 2.5x objective Olympus MPLFLN Imaging
Olympus 40x water immersion objective Olympus UIS2 LUMPLFLN Imaging
Custom-made light-emitting diode (LED) system  custom n.a. optogenetic stimulation (Amhilon et al., 2015)
Name Company Catalog Number Comments
Animals
PV::Cre (KI) mice Jackson Laboratory stock number 008069 Allow  Cre-directed gene expression in PV interneurons
Constitutive-conditional Ai9 mice (R26-lox-stop-lox-tdTomato (KI)) Jackson Laboratory stock number 007905 Express TdTomato following Cre-mediated recombination
Ai32 mice (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP Jackson Laboratory stock
number 012569
Express the improved channelrhodopsin-2/EYFP fusion protein following exposure to Cre recombinase
PVChY mice In house breeding n.a. Offspring obtained from cross-breeding the PV-Cre line with Ai32 mice (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP

References

  1. Buzsaki, G. Theta rhythm of navigation: link between path integration and landmark navigation, episodic and semantic memory. Hippocampus. 15 (7), 827-840 (2005).
  2. Sanders, H., Renno-Costa, C., Idiart, M., Lisman, J. Grid Cells and Place Cells: An Integrated View of their Navigational and Memory Function. Trends Neurosci. 38 (12), 763-775 (2015).
  3. O’Keefe, J., Recce, M. L. Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm. Hippocampus. 3 (3), 317-330 (1993).
  4. Winson, J. Loss of hippocampal theta rhythm results in spatial memory deficit in the rat. Science. 201 (4351), 160-163 (1978).
  5. M’Harzi, M., Jarrard, L. E. Strategy selection in a task with spatial and nonspatial components: effects of fimbria-fornix lesions in rats. Behav Neural Biol. 58 (3), 171-179 (1992).
  6. Osipova, D., et al. Theta and gamma oscillations predict encoding and retrieval of declarative memory. J Neurosci. 26 (28), 7523-7531 (2006).
  7. Stumpf, C., Petsche, H., Gogolak, G. The significance of the rabbit’s septum as a relay station between the midbrain and the hippocampus. II. The differential influence of drugs upon both the septal cell firing pattern and the hippocampus theta activity. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 14, 212-219 (1962).
  8. Mitchell, S. J., Ranck, J. B. Generation of theta rhythm in medial entorhinal cortex of freely moving rats. Brain Res. 189 (1), 49-66 (1980).
  9. Alonso, A., Garcia-Austt, E. Neuronal sources of theta rhythm in the entorhinal cortex of the rat. I. Laminar distribution of theta field potentials. Exp Brain Res. 67 (3), 493-501 (1987).
  10. Vertes, R. P., Kocsis, B. Brainstem-diencephalo-septohippocampal systems controlling the theta rhythm of the hippocampus. Neurosciences. 81 (4), 893-926 (1997).
  11. Bland, B. H., Colom, L. V., Konopacki, J., Roth, S. H. Intracellular records of carbachol-induced theta rhythm in hippocampal slices. Brain Res. 447 (2), 364-368 (1988).
  12. Cobb, S. R., Buhl, E. H., Halasy, K., Paulsen, O., Somogyi, P. Synchronization of neuronal activity in hippocampus by individual GABAergic interneurons. Nature. 378 (6552), 75-78 (1995).
  13. Williams, J. H., Kauer, J. A. Properties of carbachol-induced oscillatory activity in rat hippocampus. J Neurophysiol. 78 (5), 2631-2640 (1997).
  14. Chapman, C. A., Lacaille, J. C. Cholinergic induction of theta-frequency oscillations in hippocampal inhibitory interneurons and pacing of pyramidal cell firing. J Neurosci. 19 (19), 8637-8645 (1999).
  15. Strata, F. Intrinsic oscillations in CA3 hippocampal pyramids: physiological relevance to theta rhythm generation. Hippocampus. 8 (6), 666-679 (1998).
  16. Kocsis, B., Bragin, A., Buzsaki, G. Interdependence of multiple theta generators in the hippocampus: a partial coherence analysis. J Neurosci. 19 (14), 6200-6212 (1999).
  17. Fellous, J. M., Sejnowski, T. J. Cholinergic induction of oscillations in the hippocampal slice in the slow (0.5-2 Hz), theta (5-12 Hz), and gamma (35-70 Hz) bands. Hippocampus. 10 (2), 187-197 (2000).
  18. Gillies, M. J., et al. A model of atropine-resistant theta oscillations in rat hippocampal area CA1. J Physiol. 543 (Pt 3), 779-793 (2002).
  19. Gloveli, T., et al. Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (37), 13295-13300 (2005).
  20. Konopacki, J., Eckersdorf, B., Kowalczyk, T., Golebiewski, H. Firing cell repertoire during carbachol-induced theta rhythm in rat hippocampal formation slices. Eur J Neurosci. 23 (7), 1811-1818 (2006).
  21. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. Eur J Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).
  22. Manseau, F., Goutagny, R., Danik, M., Williams, S. The hippocamposeptal pathway generates rhythmic firing of GABAergic neurons in the medial septum and diagonal bands: an investigation using a complete septohippocampal preparation in vitro. J Neurosci. 28 (15), 4096-4107 (2008).
  23. Goutagny, R., Jackson, J., Williams, S. Self-generated theta oscillations in the hippocampus. Nat Neurosci. 12 (12), 1491-1493 (2009).
  24. Jackson, J., Goutagny, R., Williams, S. Fast and slow gamma rhythms are intrinsically and independently generated in the subiculum. J Neurosci. 31 (34), 12104-12117 (2011).
  25. Amilhon, B., et al. Parvalbumin Interneurons of Hippocampus Tune Population Activity at Theta Frequency. Neuron. 86 (5), 1277-1289 (2015).
  26. Huh, C. Y., et al. Excitatory Inputs Determine Phase-Locking Strength and Spike-Timing of CA1 Stratum Oriens/Alveus Parvalbumin and Somatostatin Interneurons during Intrinsically Generated Hippocampal Theta Rhythm. J Neurosci. 36 (25), 6605-6622 (2016).
  27. Gu, N., et al. NMDA-dependent phase synchronization between septal and temporal CA3 hippocampal networks. J Neurosci. 33 (19), 8276-8287 (2013).
  28. Jackson, J., et al. Reversal of theta rhythm flow through intact hippocampal circuits. Nat Neurosci. 17 (10), 1362-1370 (2014).
  29. Gonzalez-Burgos, G., Lewis, D. A. GABA neurons and the mechanisms of network oscillations: implications for understanding cortical dysfunction in schizophrenia. Schizophr Bull. 34 (5), 944-961 (2008).
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Citer Cet Article
Manseau, F., Williams, S. Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit. J. Vis. Exp. (126), e55851, doi:10.3791/55851 (2017).

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