Спасение и характеристика рекомбинантного вируса из нового мира Инфекционный клон вируса Зика
Summary
Этот протокол описывает восстановление инфекционного вируса Зики из двух плазмидного инфекционного кДНК-клона.
Abstract
Инфекционные кДНК-клоны позволяют генетически модифицировать вирус, тем самым облегчая работу с вакцинами, патогенезом, репликацией, передачей и развитием вируса. Здесь мы описываем создание инфекционного клона для вируса Зика (ZIKV), который в настоящее время вызывает взрывную вспышку в Северной и Южной Америке. Чтобы предотвратить токсичность бактерий, которые обычно наблюдаются с помощью плазмид, полученных из флавивируса, мы создали двухплазмидную систему, которая разделяет геном у NS1-гена и более стабильна, чем полноразмерные конструкции, которые не могут быть успешно восстановлены без мутаций. После переваривания и лигирования для соединения двух фрагментов полноразмерная вирусная РНК может быть получена транскрипцией in vitro с помощью РНК-полимеразы Т7. После электропорации транскрибируемой РНК в клетки был выделен вирус, который проявлял сходную кинетику роста in vitro и вирулентность и инфекционные фенотипы in vivo у мышей и москитов соответственно.
Introduction
Вирус Zika (ZIKV; Family Flaviviridae : Genus Flavivirus ) – это флавивирус вируса комаров, который прибыл в Бразилию в 2013-14 годах и впоследствии был связан с массовой вспышкой фебрильной болезни, которая распространилась по всей Америке 1 . Кроме того, ZIKV был связан с тяжелыми последствиями заболевания, такими как синдром Гийена-Барре у взрослых и микроцефалия у плодов и новорожденных 2 . Мало что известно о ZIKV до его быстрого распространения в западном полушарии. Это включало отсутствие молекулярных инструментов, что препятствовало механистическим исследованиям. Молекулярные инструменты для вирусов, такие как клоны кДНК, способствуют развитию вакцины и антивирусных препаратов, а также позволяют оценить вирусные генетические факторы, связанные с дифференциальным вирусным патогенезом, иммунным ответом и эволюцией вируса.
Известно, что инфекционные клоны флавивируса очень нестабильны у бактерий из-за crВ их геномах присутствуют промотирующие проариотические промоторы 3 . Для облегчения этой проблемы были использованы несколько подходов; Включая введение тандемных повторов перед вирусными последовательностями 4 , мутацию предполагаемых прокариотических промоторных последовательностей 5 , расщепление генома на множественные плазмиды 6 , векторы с небольшим числом копий (включая бактериальные искусственные хромосомы) 7,8 и введение интронов в вирусном геноме 9 , Для ZIKV была описана одна полноразмерная система без модификаций; Однако этот клон, по-видимому, ослабляется в клеточной культуре и у мышей 10 . Другие группы сконструировали интроны в геноме ZIKV, что позволило нарушить неустойчивые последовательности в бактериях, которые могут быть сплавлены в клетках млекопитающих in vitro для производства инфекционного вируса 11, 12 . Кроме того, была успешно использована система на основе ПЦР, озаглавленная «Инфекционно-субгеномные ампликонны», для спасения штампа MR776 прототипа ZIKV 13 . Описанный здесь подход не требует никаких посторонних последовательностей, а скорее разрушает геном в области высокой нестабильности с использованием множества плазмид, которые ранее успешно использовались с желтой лихорадкой 6 , вирусами лихорадки денге 14 , 15 и западного Нила 16 . Кроме того, добавление последовательности рибозима гепатита D на вирусных геномных концах облегчает создание аутентичного 3'-конца без необходимости добавления сайта линеаризации. Кроме того, обе плазмиды сконструированы в низкокопированном числовом векторе (pACYC177, ~ 15 копий на ячейку) для уменьшения любой остаточной токсичности 17 . Выбранный вирус отображает профиль роста, сопоставимый сРодительского вируса в кривых роста in vitro в 8 клеточных линиях, содержащих множество клеточных типов, полученных как от млекопитающих, так и от насекомых, и выявил идентичные патогенные профили у мышей и инфекции, скорости распространения и передачи у комаров 18 .
Здесь подробно описан протокол, описывающий, как выращивать инфекционные клоновые плазмиды, генерировать полноразмерную вирусную РНК (вирусный геном) in vitro и восстанавливать инфекционный вирус в культуре клеток. Во-первых, мы описываем распространение плазмид в бактериях или без бактерий амплификации с использованием усиления кругового круга (RCA). Затем мы покажем, как две плазмиды расщепляются, а затем лигируются вместе для генерации полноразмерного вируса. Наконец, мы описываем производство транскрибируемой РНК и ее последующей электропорации в клетки Vero с последующим титрованием восстановленного вируса ( рис. 1 ). Описанный подход является быстрым, что позволяетR восстановление запасов инфекционных вирусов через 1-2 недели.
Protocol
Representative Results
Discussion
Here we describe a method for the recovery of a bipartite infectious cDNA clone system for ZIKV. Previously described clones for ZIKV suffer from either attenuation or require the addition of introns, making plasmids larger and preventing rescue in insect cells. Infectious virus can be recovered using the two-plasmid clone system in either mammalian or insect cells (data not shown). In addition, virus recovered from this system behaves similarly to wild-type virus in several cell lines, in an immunocompromised mouse mode…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Авторы хотели бы поблагодарить Кристен Буллард-Фейбельман, Милену Веселинович и Клаудию Рюкерт за помощь в описании вируса, полученного клонированием. Эта работа была частично поддержана грантами Национального института аллергии и инфекционных болезней NIH по грантам AI114675 (BJG) и AI067380 (GDE).
Materials
| NEB Stable CompetentE. coli | New England BioLabs | C3040H | |
| Carbenicillin, Disodium Salt | various | ||
| Zyppy Plasmid Miniprep Kit | Zymo Research | D4036 | |
| ZymoPURE Plasmid Maxiprep Kit | Zymo Research | D4202 | |
| SalI-HF | New England BioLabs | R3138S | 20,000 units/ml |
| NheI-HF | New England BioLabs | R3131S | 20,000 units/ml |
| ApaLI | New England BioLabs | R0507S | 10,000 units/ml |
| EcoRI-HF | New England BioLabs | R3101S | 20,000 units/ml |
| BamHI-HF | New England BioLabs | R3136S | 20,000 units/ml |
| HindIII-HF | New England BioLabs | R3104S | 20,000 units/ml |
| illustra TempliPhi 100 Amplification Kit | GE Healthcare Life Sciences | 25640010 | |
| NucleoSpin Gel and PCR Clean-up | Macherey-Nagel | 740609.5 | |
| Shrimp Alkaline Phosphatase (rSAP) | New England BioLabs | M0371S | 1,000 units/ml |
| Alkaline Phosphatase, Calf Intestinal (CIP) | New England BioLabs | M0290S | 10,000 units/ml |
| T4 DNA Ligase | New England BioLabs | M0202S | 400,000units/mL |
| HiScribe T7 ARCA mRNA Kit | New England BioLabs | E2065S | |
| Vero cells | ATCC | CCL-81 | |
| ECM 630 High Throughput Electroporation System | BTX | 45-0423 | Other machines are acceptable. |
| LB Broth with agar (Miller) | Sigma | L3147 | Can be homemade as well. |
| Terrific Broth | Sigma | T0918 | Can be homemade as well. |
| Petri Dish | Celltreat | 229693 | |
| Culture Tubes | VWR International | 60818-576 | |
| T75 flasks | Celltreat | 229340 | |
| T182 flasks | Celltreat | 229350 | |
| 1x PBS | Corning | 21-040-CV | |
| RPMI 1640 with L-glutamine | Corning | 10-040-CV | |
| DMEM with L-glutamine and 4.5 g/L glucose | Corning | 10-017-CV | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Atlas Biologicals | FP-0500-A | |
| Tragacanth Powder | MP Bio | MP 104792 | |
| Crystal Violet | Amresco | 0528-1006 | |
| Ethanol Denatured | VWR International | BDH1156-1LP | |
| 6 well plate | Celltreat | 229106 | |
| 12 well plate | Celltreat | 229111 | |
| Sequencing Oligos | IDT | see table 1 | |
| Qubit 3.0 | ThermoFisher | Qubit 3.0 | other methods are acceptable. |
| Qubit dsDNA BR Assay Kit | ThermoFisher | Q32850 | other methods are acceptable. |
| Qubit RNA HS Assay Kit | ThermoFisher | Q32852 | other methods are acceptable. |
| Class II Biosafety Cabinet | Varies | N/A | This is necessary for live-virus work. |
References
- Kindhauser, M. K., Allen, T., Frank, V., Santhana, R. S., Dye, C. Zika: the origin and spread of a mosquito-borne virus. Bull World Health Organ. 94 (9), 675C-686C (2016).
- Oehler, E., et al. Zika virus infection complicated by Guillain-Barre syndrome–case report, French Polynesia, December 2013. Euro Surveill. 19 (9), (2014).
- Li, D., Aaskov, J., Lott, W. B. Identification of a cryptic prokaryotic promoter within the cDNA encoding the 5′ end of dengue virus RNA genome. PLoS One. 6 (3), e18197 (2011).
- Pu, S. Y., et al. A novel approach to propagate flavivirus infectious cDNA clones in bacteria by introducing tandem repeat sequences upstream of virus genome. J Gen Virol. 95 (Pt 7), 1493-1503 (2014).
- Pu, S. Y., et al. Successful propagation of flavivirus infectious cDNAs by a novel method to reduce the cryptic bacterial promoter activity of virus genomes. J Virol. 85 (6), 2927-2941 (2011).
- Rice, C. M., Grakoui, A., Galler, R., Chambers, T. J. Transcription of infectious yellow fever RNA from full-length cDNA templates produced by in vitro ligation. New Biol. 1 (3), 285-296 (1989).
- Yun, S. I., Kim, S. Y., Rice, C. M., Lee, Y. M. Development and application of a reverse genetics system for Japanese encephalitis virus. J Virol. 77 (11), 6450-6465 (2003).
- Gualano, R. C., Pryor, M. J., Cauchi, M. R., Wright, P. J., Davidson, A. D. Identification of a major determinant of mouse neurovirulence of dengue virus type 2 using stably cloned genomic-length cDNA. J Gen Virol. 79 (Pt 3), 437-446 (1998).
- Johansen, I. E. Intron insertion facilitates amplification of cloned virus cDNA in Escherichia coli while biological activity is reestablished after transcription in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 93 (22), 12400-12405 (1996).
- Shan, C., et al. An Infectious cDNA Clone of Zika Virus to Study Viral Virulence, Mosquito Transmission, and Antiviral Inhibitors. Cell Host Microbe. 19 (6), 891-900 (2016).
- Schwarz, M. C., et al. Rescue of the 1947 Zika Virus Prototype Strain with a Cytomegalovirus Promoter-Driven cDNA Clone. mSphere. 1 (5), (2016).
- Tsetsarkin, K. A., et al. A Full-Length Infectious cDNA Clone of Zika Virus from the 2015 Epidemic in Brazil as a Genetic Platform for Studies of Virus-Host Interactions and Vaccine Development. MBio. 7 (4), (2016).
- Gadea, G., et al. A robust method for the rapid generation of recombinant Zika virus expressing the GFP reporter gene. Virology. 497, 157-162 (2016).
- Kapoor, M., Zhang, L., Mohan, P. M., Padmanabhan, R. Synthesis and characterization of an infectious dengue virus type-2 RNA genome (New Guinea C strain). Gene. 162 (2), 175-180 (1995).
- Messer, W. B., et al. Development and characterization of a reverse genetic system for studying dengue virus serotype 3 strain variation and neutralization. PLoS Negl Trop Dis. 6 (2), e1486 (2012).
- Kinney, R. M., et al. Avian virulence and thermostable replication of the North American strain of West Nile virus. J Gen Virol. 87 (Pt 12), 3611-3622 (2006).
- Chang, A. C., Cohen, S. N. Construction and characterization of amplifiable multicopy DNA cloning vehicles derived from the P15A cryptic miniplasmid. J Bacteriol. 134 (3), 1141-1156 (1978).
- Weger-Lucarelli, J., et al. Development and Characterization of Recombinant Virus Generated from a New World Zika Virus Infectious Clone. J Virol. 91 (1), (2017).
- Roberts, P. L., Lloyd, D. Virus inactivation by protein denaturants used in affinity chromatography. Biologicals. 35 (4), 343-347 (2007).
- Baer, A., Kehn-Hall, K. Viral concentration determination through plaque assays: using traditional and novel overlay systems. J Vis Exp. (93), e52065 (2014).
- Weger-Lucarelli, J., et al. Development and Characterization of Recombinant Virus Generated from a New World Zika Virus Infectious Clone. J Virol. , (2016).
- Grubaugh, N. D., et al. Genetic Drift during Systemic Arbovirus Infection of Mosquito Vectors Leads to Decreased Relative Fitness during Host Switching. Cell Host Microbe. 19 (4), 481-492 (2016).
