Summary

Simuleras Bioprinting för Engineering vaskulariserad vävnad och Organoids

Published: August 11, 2017
doi:

Summary

Vi tillhandahåller en generaliserad protokoll baserat på en mikroflödessystem bioprinting strategi för ingenjörsvetenskap en microfibrous vaskulär säng, där en sekundär celltyp kunde vara ytterligare seedade i interstitiell utrymme av denna microfibrous struktur att generera vaskulariserad vävnad och organoids.

Abstract

Engineering vaskulariserad vävnad konstruerar och organoids har varit historiskt utmanande. Här beskriver vi en ny metod baserad på mikroflödessystem bioprinting att generera en byggnadsställning med multilayer sammanflätning hydrogel mikrofibrer. För att uppnå jämn bioprinting, en core-slida mikroflödessystem skrivhuvudet som innehåller en sammansatt bioink formulering extruderade från core flödet och crosslinking lösningen bärs av slida flödet, ritades och monteras på bioprinter. Genom att blanda gelatin methacryloyl (GelMA) med alginat, en polysackarid som genomgår momentana Joniska crosslinking i närvaro av Välj tvåvärda joner, följt av en sekundär photocrosslinking av komponenten GelMA att uppnå permanent stabilisering, en microfibrous byggnadsställning kunde erhållas med hjälp av denna bioprinting strategi. Ännu viktigare, kan endotelceller inkapslade inuti den bioprinted mikrofibrer bilda lumen-liknande strukturer som liknar vaskulatur under loppet av kultur för 16 dagar. Endothelialized microfibrous ställningen kan användas ytterligare en vaskulär Bed för att konstruera en vaskulariserad vävnad genom efterföljande sådd av sekundär celltyp in i interstitiell utrymme av mikrofibrer. Simuleras bioprinting ger en generaliserad strategi i bekväm konstruktion av vaskulariserad vävnad på HiFi.

Introduction

Tissue engineering mål att generera fungerande vävnad substitut som kan användas för att ersätta, återställa eller öka de skadade eller sjuka människokroppen1,2,3,4, ofta genom en kombination av önskade celltyper, bioaktiva molekyler5,6och biomaterial7,8,9,10. Mer nyligen, tissue engineering teknik har också alltmer antagits för att generera in vitro- vävnads- och modeller som efterliknar de viktiga funktionerna i sina i vivo motsvarigheter, för applikationer såsom läkemedelsutveckling, som ersättning för konventionella alltför förenklade planar cell kulturer11,12,13,14,15,16,17,18,19. I båda situationerna, förmågan att sammanfatta de komplexa mikroarkitektur och hierarkiska strukturen i de mänskliga vävnaderna är avgörande för att aktivera funktionen den bakåtkompilerade vävnader10och sätt att integrera en vaskulär nätverk i bakåtkompilerade vävnader är särskilt efterfrågan eftersom vaskularisering presenterar en av de största utmaningarna för den fält20,21,22,23.

Hittills har en mängd metoder har utvecklats i detta avseende i ett försök att bygga blodkärl strukturer i bakåtkompilerade vävnad konstruktioner med varierande grader av framgång8. Till exempel möjliggör självmontering av endotelceller generering av mikrovaskulära nätverk24; leverans av angiogena tillväxtfaktorer inducerar ihållande kärlnybildning25,26. använda av vaskulär stamceller och pericyter underlättar endotelcellstillväxt och montering24,27. utforma byggnadsställning egenskaper möjliggör exakt modulering av vaskularisering28,29; och cell ark teknik möjliggör bekväm manipulation av vaskulär skiktning30. Dock ger dessa strategier inte möjlighet att styra det rumsliga mönstringen av kärlsystemet, ofta leder till slumpmässiga fördelningen av blodkärl inom en konstruerad vävnad konstruera och därmed begränsad reproducerbarhet. Under de senaste åren har bioprinting vuxit fram som en klass av möjliggörande teknik mot lösningen av en utmaning, på grund av deras oöverträffade mångsidigheten hos insättning komplex vävnad mönster på HiFi och reproducerbarhet i ett automatiskt eller halvautomatiskt sätt31,32,33. Uppoffrande bioprinting34,35,36,37,38, inbäddade bioprinting39,40,41och ihåliga struktur bioprinting/biofabrication42,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53 har alla visat möjligheten att generera vaskulär eller vaskulariserad vävnad.

Alternativt, en mikroflödessystem bioprinting strategi att fabricera microfibrous ställningar har utvecklats nyligen, där en hybrid bioink består av alginat och gelatin methacryloyl (GelMA) levererades genom kärnan i en koncentrisk skrivhuvudet och en kalciumklorid (CaCl2) lösning Bars genom yttre skidan flödet av skrivhuvudet54,55. Den co-extrudering av två flöden tillåtet för omedelbar fysisk crosslinking av komponenten alginat att möjliggöra bildandet av microfiber, medan efterföljande photocrosslinking säkerställt permanent stabilisering av multi-layer microfibrous ställningen. Notera konstaterades endotelceller inkapslade i den bioprinted mikrofibrer att föröka sig och migrera mot periferin av den mikrofibrer förutsatt att lumen-liknande strukturer som härmade den vaskulära säng54,55. Dessa bioprinted, endothelialized kärlbäddar kunde därefter fyllas med önskas sekundär celltyper att ytterligare bygga vaskulariserad vävnad55. Detta protokoll ger således ett detaljerat förfarande av sådan en mikroflödessystem bioprinting strategi som koncentriskt munstycke design, vilket garanterar bekväm tillverkning av vaskulariserad vävnad för potentiella tillämpningar inom både vävnadsteknik och organoid modellering aktiverad.

Protocol

Neonatal råtta hjärtmuskelcellerna används i detta protokoll var isolerade från 2 dagar gamla Sprague-Dawley-råttor efter en väletablerad förfarande56 godkänts av institutionella djur vård och användning kommittén vid Brigham and Women’s Hospital. 1. instrumentering av Bioprinter Infoga en mindre trubbig nål (t.ex., 27 G, 1 tum) som kärnan i centrum av en större trubbig nål (t.ex., 18 G, ½ tum) som slidan att konstruera den …

Representative Results

Strategin mikroflödessystem bioprinting möjliggör direkt extrudering bioprinting av microfibrous ställningar med låg viskositet bioinks54,55. Som illustreras i figur 2A, en byggnadsställning med en storlek på 6 × 6 × 6 mm3 innehållande > 30 lager av mikrofibrer kan vara bioprinted inom 10 min. Den omedelbara Joniska crosslinking av komponenten alginat med CaCl…

Discussion

Byggandet av co-axial skrivhuvudet utgör ett kritiskt steg mot framgångsrika mikroflödessystem bioprinting för samtidig leverans av både bioink från kärnan och crosslinking agent från slidan. Medan detta protokoll skapades ett exempel skrivhuvudet med en 27G nål som kärnan och en 18G nål som skalet, kan det lätt förlängas till en mängd olika kombinationer med hjälp av nålar i olika storlekar. Ändring i nål längder, vilket resulterar i förändring av mängden flöde levereras i varje fas, kommer dock …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Författarna erkänner National Cancer Institute av nationella institut för hälsa-vägen till självständighet Award (K99CA201603).

Materials

Alginic acid sodium salt from brown algae Sigma-Aldrich A0682 BioReagent, plant cell culture tested, low viscosity, powder
Gelatin type A from porcine skin Sigma-Aldrich G2500 Gel strength 300
Irgacure 2959 (2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone) Sigma-Aldrich 410896 98%
HEPES buffer Sigma-Aldrich H0887 1 M, pH 7.0-7.6, sterile-filtered, BioReagent, suitable for cell culture
Fetal bovine serum  Thermo Fisher Scientific 10438026 Qualified, heat-inactivated, USDA-approved regions
Calcium chloride dihydrate Sigma-Aldrich C5080 BioXtra, ≥99.0%
Phosphate buffered saline Thermo Fisher Scientific 10010023 pH 7.4
Human umbilical vein endothelial cells Angio-Proteomie cAP-0001 Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs)
GFP-expressing human umbilical vein endothelial cells Angio-Proteomie cAP-0001GFP GFP-Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cells (GFPHUVECs)
Endothelial cell growth medium Lonza CC-3162 EGM-2 BulletKit
Dulbecco’s Modified Eagle Medium  Thermo Fisher Scientific 12430054 High glucose, HEPES
Sylgard 184 silicone elastomer kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Clear 0.5 kg Kit
UV curing lamp system Excelitas Technologies OmniCure S2000 Spot UV Light Curing System with Intelligent UV Sensor

References

  1. Langer, R., Vacanti, J. P. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  2. Khademhosseini, A., Vacanti, J. P., Langer, R. Progress in Tissue Engineering. Sci. Am. 300 (5), 64-71 (2009).
  3. Langer, R. Tissue Engineering: Status and Challenges. E-Biomed: J.Regen. Med. 1 (1), 5-6 (2004).
  4. Atala, A., Kasper, F. K., Mikos, A. G. Engineering Complex Tissues. Sci. Transl. Med. 4 (160), 112 (2012).
  5. Biondi, M., Ungaro, F., Quaglia, F., Netti, P. A. Controlled Drug Delivery in Tissue Engineering. Adv. Drug Del. Rev. 60 (2), 229-242 (2008).
  6. Tayalia, P., Mooney, D. J. Controlled Growth Factor Delivery for Tissue Engineering. Adv. Mater. 21 (32-33), 3269-3285 (2009).
  7. Hubbell, J. A. Biomaterials in Tissue Engineering. Nat. Biotechnol. 13 (6), 565-576 (1995).
  8. Place, E. S., Evans, N. D., Stevens, M. M. Complexity in Biomaterials for Tissue Engineering. Nat. Mater. 8 (6), 457-470 (2009).
  9. Rice, J. J., et al. Engineering the Regenerative Microenvironment with Biomaterials. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 57-71 (2012).
  10. Zhang, Y. S., Xia, Y. Multiple Facets for Extracellular Matrix Mimicking in Regenerative Medicine. Nanomedicine. 10 (5), 689-692 (2015).
  11. Huh, D., Hamilton, G. A., Ingber, D. E. From 3D Cell Culture to Organs-on-Chips. Trends Cell Biol. 21 (12), 745-754 (2011).
  12. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic Organs-on-Chips. Nat. Biotechnol. 32 (8), 760-772 (2014).
  13. Esch, E. W., Bahinski, A., Huh, D. Organs-on-Chips at the Frontiers of Drug Discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 14 (4), 248-260 (2015).
  14. Zhang, Y. S., Khademhosseini, A. Seeking the Right Context for Evaluating Nanomedicine: From Tissue Models in Petri Dishes to Microfluidic Organs-on-a-Chip. Nanomedicine. 10, 685-688 (2015).
  15. Zhang, C., Zhao, Z., Abdul Rahim, N. A., Van Noort, D., Yu, H. Towards a Human-on-Chip: Culturing Multiple Cell Types on a Chip with Compartmentalized Microenvironments. Lab Chip. 9 (22), 3185-3192 (2009).
  16. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A Focus on Compartmentalized Microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  17. Sung, J. H., et al. Microfabricated Mammalian Organ Systems and Their Integration into Models of Whole Animals and Humans. Lab Chip. 13 (7), 1201-1212 (2013).
  18. Wikswo, J. P. The Relevance and Potential Roles of Microphysiological Systems in Biology and Medicine. Exp. Biol. Med. 239 (9), 1061-1072 (2014).
  19. Yum, K., Hong, S. G., Healy, K. E., Lee, L. P. Physiologically Relevant Organs on Chips. Biotechnol. J. 9 (1), 16-27 (2014).
  20. Nomi, M., Atala, A., Coppi, P. D., Soker, S. Principals of Neovascularization for Tissue Engineering. Mol. Aspects Med. 23 (6), 463-483 (2002).
  21. Jain, R. K., Au, P., Tam, J., Duda, D. G., Fukumura, D. Engineering Vascularized Tissue. Nat. Biotechnol. 23 (7), 821-823 (2005).
  22. Rouwkema, J., Rivron, N. C., Van Blitterswijk, C. A. Vascularization in Tissue Engineering. Trends Biotechnol. 26 (8), 434-441 (2008).
  23. Bae, H., et al. Building Vascular Networks. Sci. Transl. Med. 4 (160), 123 (2012).
  24. Rouwkema, J., Khademhosseini, A. Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks. Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).
  25. Perets, A., et al. Enhancing the Vascularization of Three-Dimensional Porous Alginate Scaffolds by Incorporating Controlled Release Basic Fibroblast Growth Factor Microspheres. J. Biomed. Mater. Res. A. 65 (4), 489-497 (2003).
  26. Davies, N. H., Schmidt, C., Bezuidenhout, D., Zilla, P. Sustaining Neovascularization of a Scaffold through Staged Release of Vascular Endothelial Growth Factor-A and Platelet-Derived Growth Factor-BB. Tissue Eng. A. 18 (1-2), 26-34 (2012).
  27. Sorrell, J. M., Baber, M. A., Caplan, A. I. Influence of Adult Mesenchymal Stem Cells on in Vitro Vascular Formation. Tissue Eng. A. 15 (7), 1751-1761 (2009).
  28. Quint, C., et al. Decellularized Tissue-Engineered Blood Vessel as an Arterial Conduit. Proct. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (22), 9214-9219 (2011).
  29. Choi, S. -. W., Zhang, Y., Macewan, M. R., Xia, Y. Neovascularization in Biodegradable Inverse Opal Scaffolds with Uniform and Precisely Controlled Pore Sizes. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 145-154 (2013).
  30. Sakaguchi, K., Shimizu, T., Okano, T. Construction of Three-Dimensional Vascularized Cardiac Tissue with Cell Sheet Engineering. J. Controlled Release. 205, 83-88 (2015).
  31. Zhang, Y. S., et al. 3D Bioprinting for Tissue and Organ Fabrication. Ann. Biomed. Eng. 45 (1), 148-163 (2017).
  32. Malda, J., et al. 25th Anniversary Article: Engineering Hydrogels for Biofabrication. Adv. Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  33. Murphy, S. V., Atala, A. 3d Bioprinting of Tissues and Organs. Nat. Biotechnol. 32 (8), 773-785 (2014).
  34. Miller, J. S., et al. Rapid Casting of Patterned Vascular Networks for Perfusable Engineered Three-Dimensional Tissues. Nat. Mater. 11 (9), 768-774 (2012).
  35. Bertassoni, L. E., et al. Hydrogel Bioprinted Microchannel Networks for Vascularization of Tissue Engineering Constructs. Lab Chip. 14 (13), 2202-2211 (2014).
  36. Kolesky, D. B., et al. 3d Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell-Laden Tissue Constructs. Adv. Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
  37. Lee, V. K., et al. Creating Perfused Functional Vascular Channels Using 3d Bio-Printing Technology. Biomaterials. 35 (28), 8092-8102 (2014).
  38. Zhang, Y. S., et al. Bioprinted Thrombosis-on-a-Chip. Lab Chip. 16, 4097-4105 (2016).
  39. Bhattacharjee, T., et al. Writing in the Granular Gel Medium. Science Advances. 1 (8), 1500655 (2015).
  40. Highley, C. B., Rodell, C. B., Burdick, J. A. Direct 3d Printing of Shear-Thinning Hydrogels into Self-Healing Hydrogels. Adv. Mater. 27 (34), 5075-5079 (2015).
  41. Hinton, T. J., et al. Three-Dimensional Printing of Complex Biological Structures by Freeform Reversible Embedding of Suspended Hydrogels. Science Advances. 1 (9), 1500758 (2015).
  42. Jia, W., et al. Direct 3d Bioprinting of Perfusable Vascular Constructs Using a Blend Bioink. Biomaterials. 106, 58-68 (2016).
  43. Zhang, Y., et al. In Vitro Study of Directly Bioprinted Perfusable Vasculature Conduits. Biomaterials Science. 3 (1), 134-143 (2015).
  44. Gao, Q., He, Y., Fu, J. -. Z., Liu, A., Ma, L. Coaxial Nozzle-Assisted 3D Bioprinting with Built-in Microchannels for Nutrients Delivery. Biomaterials. 61, 203-215 (2015).
  45. Cornock, R., Beirne, S., Thompson, B., Wallace, G. G. Coaxial Additive Manufacture of Biomaterial Composite Scaffolds for Tissue Engineering. Biofabrication. 6 (2), 025002 (2014).
  46. Duan, B., Hockaday, L. A., Kang, K. H., Butcher, J. T. 3D Bioprinting of Heterogeneous Aortic Valve Conduits with Alginate/Gelatin Hydrogels. J. Biomed. Mater. Res. A. 101 (5), 1255-1264 (2013).
  47. Skardal, A., et al. Photocrosslinkable Hyaluronan-Gelatin Hydrogels for Two-Step Bioprinting. Tissue Eng. A. 16 (8), 2675-2685 (2010).
  48. Li, S., et al. Direct Fabrication of a Hybrid Cell/Hydrogel Construct by a Double-Nozzle Assembling Technology. J. Bioact. Compatible Polym. 24 (3), 249-265 (2009).
  49. Visser, J., et al. Biofabrication of Multi-Material Anatomically Shaped Tissue Constructs. Biofabrication. 5 (3), 035007 (2013).
  50. Boyd, D. A., Adams, A. A., Daniele, M. A., Ligler, F. S. Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape. Journal of visualized experiments: JoVE. (83), e50958 (2014).
  51. Daniele, M. A., Adams, A. A., Naciri, J., North, S. H., Ligler, F. S. Interpenetrating Networks Based on Gelatin Methacrylamide and Peg Formed Using Concurrent Thiol Click Chemistries for Hydrogel Tissue Engineering Scaffolds. Biomaterials. 35 (6), 1845-1856 (2014).
  52. Daniele, M. A., Boyd, D. A., Adams, A. A., Ligler, F. S. Microfluidic Strategies for Design and Assembly of Microfibers and Nanofibers with Tissue Engineering and Regenerative Medicine Applications. Adv. Healthcare Mater. 4 (1), 11-28 (2015).
  53. Daniele, M. A., Radom, K., Ligler, F. S., Adams, A. A. Microfluidic Fabrication of Multiaxial Microvessels Via Hydrodynamic Shaping. RSC Advances. 4 (45), 23440-23446 (2014).
  54. Colosi, C., et al. Microfluidic Bioprinting of Heterogeneous 3D Tissue Constructs Using Low Viscosity Bioink. Adv. Mater. 28 (4), 677-684 (2015).
  55. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D Microfibrous Scaffolds for Engineering Endothelialized Myocardium and Heart-on-a-Chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
  56. Khademhosseini, A., et al. Microfluidic Patterning for Fabrication of Contractile Cardiac Organoids. Biomed. Microdevices. 9 (2), 149-157 (2007).
  57. Yue, K., et al. Synthesis, Properties, and Biomedical Applications of Gelatin Methacryloyl (GelMA) Hydrogels. Biomaterials. 73, 254-271 (2015).
  58. Loessner, D., et al. Functionalization, Preparation and Use of Cell-Laden Gelatin Methacryloyl-Based Hydrogels as Modular Tissue Culture Platforms. Nat. Protocols. 11 (4), 727-746 (2016).
  59. Aung, A., Theprungsirikul, J., Lim, H. L., Varghese, S. Chemotaxis-Driven Assembly of Endothelial Barrier in a Tumor-on-a-Chip Platform. Lab Chip. 16, 1886-1898 (2016).
  60. Shin, S. R., et al. A Bioactive Carbon Nanotube-Based Ink for Printing 2d and 3d Flexible Electronics. Adv. Mater. 28 (17), 3280-3289 (2016).
  61. Shin, S. R., et al. Aptamer-Based Microfluidic Electrochemical Biosensor for Monitoring Cell Secreted Cardiac Biomarkers. Anal. Chem. 88, 10019-10027 (2016).
  62. Zhang, Y. S., et al. Google Glass-Directed Monitoring and Control of Microfluidic Biosensors and Actuators. Sci. Rep. 6, 22237 (2016).
  63. Colosi, C., et al. Rapid Prototyping of Chitosan-Coated Alginate Scaffolds through the Use of a 3d Fiber Deposition Technique. J. Mater. Chem. B. 2 (39), 6779-6791 (2014).
  64. Zhu, W., et al. Direct 3D Bioprinting of Prevascularized Tissue Constructs with Complex Microarchitecture. Biomaterials. 124, 106-115 (2017).
  65. Yu, Y., Zhang, Y., Martin, J. A., Ozbolat, I. T. Evaluation of Cell Viability and Functionality in Vessel-Like Bioprintable Cell-Laden Tubular Channels. J. Biomech. Eng. 135 (9), 091011-091011 (2013).
  66. Zhang, Y., Yu, Y., Chen, H., Ozbolat, I. T. Characterization of Printable Cellular Micro-Fluidic Channels for Tissue Engineering. Biofabrication. 5 (2), 025004 (2013).
  67. Zhang, Y., Yu, Y., Ozbolat, I. T. Direct Bioprinting of Vessel-Like Tubular Microfluidic Channels. J. Nanotechnol. Eng. Med. 4 (2), 020902 (2013).
  68. Dolati, F., et al. In Vitro Evaluation of Carbon-Nanotube-Reinforced Bioprintable Vascular Conduits. Nanotechnology. 25 (14), 145101 (2014).
  69. Hansen, C. J., et al. High-Throughput Printing Via Microvascular Multinozzle Arrays. Adv. Mater. 25 (1), 96-102 (2013).
check_url/fr/55957?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Zhang, Y. S., Pi, Q., van Genderen, A. M. Microfluidic Bioprinting for Engineering Vascularized Tissues and Organoids. J. Vis. Exp. (126), e55957, doi:10.3791/55957 (2017).

View Video