Method Article

Génération des variantes d’évasion de neutraliser les anticorps monoclonaux Influenza Virus

DOI:

10.3791/56067

⸱

August 29th, 2017

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1Department of Microbiology, Icahn School of Medicine at Mount Sinai, 2Graduate School of Biomedical Sciences, Icahn School of Medicine at Mount Sinai, 3The Department of Medicine, Section of Rheumatology, The Knapp Center for Lupus and Immunology Research, The University of Chicago

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs décrivent une méthode par laquelle nous identifions des résidus importants requis pour la liaison des anticorps monoclonaux humains ou murins qui ciblent l’hémagglutinine virale du virus de l’influenza. Le protocole peut être adapté à d’autres glycoprotéines de surface de virus et de leurs anticorps neutralisants correspondants.

Abstract

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Virus de la grippe présentent une remarquable capacité d’adaptation et d’échapper à la réponse immunitaire hôte. Une façon est à travers des changements antigéniques qui se produisent sur les glycoprotéines de surface du virus. La génération des variants d’échappement est une méthode puissante pour élucider comment les virus échappent détection immunitaire et dans l’identification des résidus importants requis pour la liaison de l’anticorps. Nous décrivons ici un protocole sur la façon de générer des variantes de fuite pour le virus influenza de type A en utilisant des anticorps monoclonaux humains ou murins (mAbs) dirigés contre l’hémagglutinine virale (HA). Avec l’utilisation de notre technique, nous avons caractérisé précédemment des résidus importants requis pour la liaison des anticorps ciblant la tête ou la tige du roman aviaire H7N9 HA. Le protocole peut être facilement adapté pour d’autres systèmes de virus. Analyses de variants d’échappement sont importants pour la modélisation de la dérive antigénique, déterminer les polymorphismes de nucléotide simple (SNP) conférant la résistance et remise en forme de virus et dans la conception de vaccins et/ou de thérapeutique.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Semblable à d’autres virus à ARN, virus A possèdent une polymérase erreurs qui permet la génération d’une multitude de variants antigéniques avec chaque cycle de réplication1,2,3. Le virus grippal A a une capacité étonnante à s’adapter et de se soustraire à la réponse immunitaire humaine via dérive antigénique, qui est obtenue grâce à une accumulation de mutations sur les glycoprotéines de surface qui entraîne la perte de la liaison de l’anticorps. La dérive antigénique des virales glycoprotéines de surface, HA et la neuraminidase (NA), nécessite la nécessité de reformuler et d’administrer le vaccin chaque année.

Les progrès technologiques dans l’isolement et la production d’anticorps spécifiques de l’antigène ont abouti à un nombre élevé de mAbs induite par le vaccin4,5,6,7,8. À son tour, la caractérisation des épitopes du mAbs largement de neutraliser les virus grippaux A a beaucoup aidé à l’élaboration de plusieurs universelle grippe vaccin candidats9,10,11, 12,13,14. Élucider l’empreinte antigénique d’un mAb révèle les causes structurelles de neutralisation et permet une approche éclairée vers la conception de vaccins. Cependant, il n’est ni réaliste ni rentable pour les laboratoires de caractériser structurellement vastes panneaux du mAbs par cristallographie aux rayons x ou cryo-microscopie électronique afin de cartographier les épitopes sur l’antigène viral15, 16 , 17 , 18.

Cristallographie aux rayons x ou cryo-microscopie électronique nécessite des équipements coûteux, des techniques spécialisées et potentiellement une quantité considérable de temps à générer des données. Une approche alternative et plus rapide utilise la génération rapide des diverses populations virales via l’Erreurs RNA-dependent RNA polymérase pour générer des mutants d’échappement afin de déterminer les épitopes du mAbs19,20, 21,22,23. La génération des variants d’échappement ne nécessite pas de matériel spécial ou technique et peut être effectuée avec le matériel et réactifs de laboratoire classiques.

Nous décrivons ici une méthode qui permet le mappage de résidus importants requis pour la liaison de mAb qui reconnaissent la grippe HA.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

attention : un certain nombre de virus circulant chez l’homme (par exemple, H1, H3) est pathogènes de classe niveau 2 sur la biosécurité qui doivent être manipulés avec soin et un équipement de protection personnels. Manipulation du virus doit être approuvée par l’Institutional Review Board. Le protocole suivant a été approuvé par le Conseil d’examen institutionnel au Mont Sinaï.

Remarque : anticorps HA spécifiques qui inhibent la réplication virale peuvent généralement être classés en i) qui se lient sur ou à proximité du site de fixation du récepteur sur le dessus de la tête globulaire et ii) qui se lient distale de la fixation aux récepteurs domaine, qui comprend la face latérale de la tête globulaire et dans la région de la tige de l’AP. Les anticorps qui ciblent le site de liaison du récepteur empêchent l’engagement de l’acide sialique motifs sur la surface des cellules cibles et peuvent être mesurées par dosage hemagglutination inhibition (HI). Les anticorps HI-négatifs, tels que des anticorps spécifiques à tige, peut encore inhiber la réplication virale, mais ne peut s’évaluer à l’aide de tests de neutralisation.

1. catégoriser anticorps issu des activités de neutralisation et de HI

  1. test HI
    1. dans une plaque de fond en V 96 puits, ajouter 25 µL de PBS 1 x sur les colonnes 2 à 12.
    2. Diluer le mAb 7 b 2 (tête spécifique), 6F12 (tige spécifique) 23 et un contrôle de l’isotype à 100 µg/mL en 1 x PBS et aliquote 50 µL de la préparation d’anticorps dilué dans la colonne 1. Également n’inclure un aucun contrôle de mAb en ajoutant 50 µL de PBS 1 x ( Figure 1 a).
    3. Effectuer des dilutions 2 fois des anticorps en transférant 25 µL de colonne 1 colonne 2 et ainsi de suite. Jeter la dernière 25 µL dans colonne 12 ( Figure 1 a).
      Remarque : Assurez-vous d’inscrire une ligne d’aucun contrôle anticorps.
    4. Diluer le stock de virus (un virus réassorti exprimant l’HA et NA de A/California/04/09 avec les segments internes de A/Puerto Rico/8/34) à l’hémagglutination 8 unités/25 µL dilué virus stock. Ajouter 25 µL du stock virus dilué (8 hémagglutination) dans chaque puits (lignes A à G).
      Remarque : Le mélange des virus et des anticorps doit avoir un volume final de 50 µL avec une concentration finale de départ de 50 µg/mL.
    5. Incuber les plaques à température ambiante (RT) pour 45 min.
    6. Pour le retour par ligne (H), ajouter 50 µL de PBS 1 x puits H2 à H12. Ajouter 100 µL de le 8 hémagglutination unités/25 µL bien H1. En série diluer deux fois en transférant 50 µL de H1 à H2 et ainsi de suite. Jeter la dernière 50 µL du puits H12. Enfin, ajouter 50 µL de 0,5 % poulet globules rouges (RBC) dans tous les puits de la plaque de fond en V 96 puits.
      Remarque : Les échantillons de mAb dans le test doivent avoir un volume final de 100 µL : mAb (25 µL), virus (25 µL) et RBC (50 µL). Le volume final du aucun contrôle mAb doit contenir 25 µL de 1 x PBS, 25 µL de virus et 50 µL de RBC.
    7. Incuber les plaques à 4 ° C pendant 1 h.
    8. Lire visuellement la plaque pour l’activité de HI. S’il y a une lecture positive pour un anticorps particulier, passez à l’étape 2.1 pour générer des variantes de l’évasion. Si l’anticorps est HI-négatif, passer dessous au point 1.2 pour évaluer si l’anticorps a neutraliser l’activité dans un essai de culture cellulaire.
      Remarque : Une lecture positive d’un mAb HI-actif est indiquée par une pastille de RBC rouge foncée au centre du puits ( Figure 1 b 7 b 2) qui formeront une larme lorsque la plaque de fond en V 96 puits est maintenue à un angle de 45 °. Une lecture négative ne formeront pas une boulette de RBC rouge foncée dans le puits ( Figure 1 b 6F12 et aucun mAb). Aussi le contrôle de l’isotype ne constituera pas une pastille rouge foncée de RBC et d’aspect identique à l’anticorps spécifique au pédoncule, 6F12 ou pas le mAb devait contrôler l’échantillon ( Figure 1 b) 23.
  2. Micro-neutralisation test
    1. plaque Madin Darby Canine Kidney (MDCK) cellules à une densité de 2 x 10 4 cellules/puits dans une culture de tissus traités plaque 96 puits et incuber à 37 ° C et 5 % de CO 2 de 17 à 19 h .
      Remarque : Les cellules peuvent également être autorisés à adhérer au fond du puits pendant au moins 4 h avant l’utilisation.
    2. Dans une plaque à 96 puits distincte, effectuer sept 3 voies série de dilutions de la mAb humain 4D 05 5, CR9114 17 ou isotype IgG contrôle, à une concentration initiale de 200 µg/mL en 1 X milieu essentiel minimum (MEM) additionné de tosyle phénylalanine chlorométhyl cétone (TPCK)-traité de la trypsine (1 µg/mL) ( Figure 2).
      NOTE : La ligne A doit contenir 75 µL d’anticorps dilué (à partir de la concentration de 200 µg/mL). En série diluer (3 fois) vers le bas de la plaque en transférant 25 µL de ligne A à la ligne B et ainsi de suite. Lignes A à H doivent avoir un volume final de 50 µL. Il n’y a pas besoin de changer des trucs entre transferts de dilution.
    3. Diluer le stock de virus (virus réassorti exprimant l’hémagglutinine et la NA de A/Shanghai/1/13 avec le segment interne de A/Puerto Rico/8/34) à une 100 de culture de tissus de 50 % la dose infectieuse (TCID 50) / 50 µL dans 1 x MEM additionné de TPCK-traitée la trypsine (1 µg/mL) 24. Ajouter 50 µL/puits de virus dilué à la préparation d’anticorps (étape 1.2.2). Ajouter 50 µL de 1 X MEM dans les puits de contrôle de cellules non infectées.
    4. Incuber les mélanges virus-anticorps dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2) pendant 1 h.
      NOTE : Les mélanges d’anticorps du virus doivent avoir un volume total de 100 µL : 50 µL de la dilution de l’anticorps (étape 1.1.2) et 50 µL de virus contenant 100 TCID 50 (étape 1.2.3).
    5. Aspirer les médias dans les puits et ajouter l’ensemble 100 µL de mélanges d’anticorps du virus dans les puits correspondants.
      Remarque : L’aspiration s’effectue à l’aide d’un adaptateur 8 canaux aspirateur attaché à une dépression. Par ailleurs, une micro-pipette multicanaux de 8 ou 12 puits peut servir à aspirer manuellement. Toute aspiration pendant l’enlèvement de l’inoculum ou les lavages se faite à partir de la plus forte concentration d’anticorps au plus bas, sans la nécessité de changer conseils.
    6. Laver la monocouche avec 200 µL de solution 1 PBS x. Aspirer 200 µL de PBS 1 x (comme au point 1.2.5). Répéter le lavage une fois de plus pour un total de deux lave-.
    7. Infection de la couche des cellules MDCK en ajoutant l’ensemble 100 µL/puits de mélanges d’anticorps du virus (de l’étape 1.2.4) sur la monocouche et infecter/incuber à 37 ° C (avec 5 % de CO 2) pendant 1 h.
    8. Au cours de l’infection, dans une plaque à 96 puits distincte, préparer une autre série de dilutions de l’anticorps. Ajouter 150 µL de 100 µg/mL de l’anticorps respectifs dans la ligne A et 100 µL de 1 x MEM additionné de traités TPCK trypsine (1 µg/mL) dans les lignes B à H. réaliser les dilutions 3 fois en transférant 50 µL de ligne A ligne b , et ainsi de suite, jusqu'à la ligne H. jeter la dernière 50 µL de la ligne H. Le volume total pour chaque bien doit égaler 100 µL. infirmer.
      Remarque : Les anticorps sont dilués dans 1 x MEM additionné de traités TPCK trypsine (1 µg/mL).
    9. Aspirer l’inoculum des anticorps du virus de la monocouche à l’étape 1.2.7 et reconstituer avec l’ensemble 100 µL/puits de la dilution appropriée d’anticorps préparé à l’étape 1.2.8.
      Remarque : Si un bien figurant une concentration d’anticorps final de 100 µg/mL au cours de l’infection (étape 1.2.7), puis les médias reconstituant profond doit également contenir une concentration en anticorps final de 100 µg/mL (étape 1.2.8).
    10. Laisser incuber pendant 24 h dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2).
    11. Aspirer les médias des plaques 96 puits et laver trois fois, avec 200 µL/puits de PBS 1 x.
    12. Fixer les cellules avec 100 µL de froid 80 % acétone pendant 1 h à -20 ° C.
      Remarque : La solution d’acétone de 80 % est diluée dans double distillée (dd) H 2 O (p. ex., 80 mL d’acétone 100 % plus 20 mL de ddH 2 0). La solution d’acétone de 80 % peut être réfrigérée sur la glace avant utilisation.
    13. Laver les cellules avec 200 µL/puits de la solution 1 PBS X trois fois.
    14. Bloquer les plaques avec 200 µL/puits de 5 % de lait dilué dans du PBS de X 1 et incuber les boîtes à RT pendant 1 h.
    15. Ajouter 100 µL de biotinylé antigrippaux un anticorps primaire de la nucléoprotéine (NP) dilué 1:2,000 dans 1 x PBS/1% d’albumine sérique bovine (BSA) et incuber les boîtes à RT pendant 1 h.
      Remarque : Pour les virus de l’influenza B, un anticorps d’anti-NP spécifiques du virus influenza de type B doivent être utilisé.
    16. Laver trois fois, les plaques avec du PBS 1 x.
    17. Ajouter 100 µL de l’anticorps conjugué de streptavidine - raifort peroxydase de raifort (HRP) dilué 1:3,000 dans 1 x PBS/1% BSA et incuber les boîtes à RT pendant 1 h.
    18. Laver les plaques avec 200 µL de PBS 1 x trois fois.
    19. Ajouter le réactif substrat HRP à 100 µL/puits et incuber dans l’obscurité à température ambiante.
      NOTE : Le temps d’incubation doit être optimisé avant l’ajout du tampon acide arrêt (ci-dessous). De manière générale, suffit de 15 à 30 min.
    20. Étancher la réaction avec 50 µL/puits de 5 M HCl.
      ATTENTION : 5M HCl est un réactif très corrosif qui peut causer des dommages aux yeux, la peau et des muqueuses. Ajout de ce réactif doit être fait sous une hotte avec un équipement de protection personnel.
    21. Lire la plaque à 492 nm et soustraire les puits de fond (les cellules non infectées).
    22. Calculer le pourcentage d’inhibition avec la formule suivante :
      figure-protocol-1
    23. si un anticorps a une activité de neutralisation (et aucune activité de HI), passez à l’étape 2.2.
      Remarque : Les anticorps qui sont dépourvus d’activité in vitro neutralisation n’aura pas l’activité HI.

2. Génération d’échapper à des variantes de Mutant

Remarque : les anticorps neutralisants qui ont ou qui sont dépourvus d’activité HI sont analysés plus loin avec les protocoles spécifiques décrites ci-après.

  1. Protocole 1 : anticorps HI-positif/neutralisation-positif ( Figure 3 a )
    1. préparer un stock de virus de 10 6 plaque formant des unités/millilitre (UFP/mL) dans du PBS 1 x dans un volume de 400 µL.
    2. Préparer 4 dilutions de l’anticorps d’intérêt en concentrations croissantes (p. ex., 0, 0,5, 0,05 et 0,005 mg/mL) dans du PBS 1 x dans un volume de 100 µL par dilution.
      Remarque : Le virus de type sauvage devrait toujours être repiquée en parallèle et en l’absence d’anticorps. Les séquences de ces virus passaged aidera à faire la distinction entre l’adaptation aux conditions de culture de cellules et de s’échapper des mutations.
    3. Mélanger 100 µL de 10 6 UFP/mL du virus avec 100 µL de chaque dilution d’anticorps ou 100 µL de PBS 1 x.
    4. Incuber pendant 1 h dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2). Vortex brièvement. Injecter 200 µL de chaque mélange des oeufs de poule d’embryonnés spécifiques-pathogène gratuits (SPF).
    5. Incuber les œufs à 37 ° C (sans CO 2) pour les 40-44 h.
    6. Sacrifier les oeufs embryonnés infectés de virus en incubant à 4 ° C pendant au moins 6 h.
    7. Récolter le liquide allantoïdien des oeufs, comme précédemment décrit 24 , 25.
    8. Effectuer le test d’hémagglutination, tel que décrit ci-dessus 24 , 26. Si toutes les préparations de liquide allantoïdienne n’ont pas de titres d’hémagglutination, répétition de l’étape 2 avec des dilutions d’anticorps allant de 0,005 mg/mL à 0,00005 mg/mL.
      Remarque : Une concentration saturante d’anticorps positifs HI peut neutraliser toutes les particules de virus actuelles. Par conséquent, il peut être nécessaire de diminuer la quantité d’anticorps présents dans le passage.
    9. Confirmer les variantes d’évasion en effectuant le Salut dosage 24 (étape 1.1).
      Remarque : Les anticorps HI-active bloquent HA engagement des motifs de l’acide sialique sur les cellules cibles. Donc, un virus en présence de son anticorps apparentés perd la capacité d’agglutiner les globules rouges (présence de pellet RBC). Théoriquement, évasion variantes d’anticorps HI-active peuvent toujours lier des motifs de l’acide sialique même en présence de son anticorps apparentés et donc peuvent agglutiner les globules rouges (sans pastille de RBC). Si le salut de l’anticorps d’intérêt est encore décelable, répétez le protocole de l’étape 2.1.2 avec une concentration plus élevée de départ de l’anticorps.
  2. Protocole n ° 2 : anticorps HI-négatif/neutralisation-positif ( Figure 3 b )
    Remarque : afin de générer des variantes d’évasion contre la neutralisation des anticorps qui n’ont pas HI activité, le virus doit être repiquée en présence de quantités croissantes d’anticorps.
    1. Des cellules de MDCK plaque dans une plaque 6 puits à une densité de 1 x 10 6 cellules/puits et incuber pendant au moins 4 h dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2).
    2. Diluer les stocks de virus de 10 6 UFP/mL ou le virus du précédent passage dans 1 x MEM avec imprégnées d’insecticide TPCK trypsine (1 µg/mL) dans un volume de 500 µL.
    3. Préparer une dilution unique d’anticorps (0,02 mg/mL pour le passage original ou supérieur pour toute suite de passages) dans 1 x MEM avec de la trypsine TPCK traités dans un volume de 250 µL.
    4. Mix 250 µL de virus dilué avec 250 µL d’anticorps dilué (+ les anticorps) ou 250 µL de 1 x MEM (aucun contrôle des anticorps).
    5. Incuber le mélange d’anticorps du virus pendant 30 min dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2).
    6. Aspirer les médias à l’aide d’un verre Pasteur Pipeter et laver la monocouche de cellules avec 1 mL de solution 1 PBS X.
    7. Ajouter 500 µL du mélange dans les puits et incuber dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2) pendant 1 h.
    8. Après 1 h, compléter les puits avec 2 mL de 1 x MEM avec TPCK imprégnées de la trypsine (1 µg/mL).
    9. Vérifier les cellules à post-infection 48 h pour les signes de l’effet cytopathogène (ECP) sur le microscope ou effectuer un test d’hémagglutination afin de détecter la croissance virale 26.
    10. S’il existe des CPE brut dans les cultures additionnés d’anticorps, récolter le surnageant dans plusieurs cryo-tubes, étiquette avec le numéro de passage et les conserver à -80 ° C.
    11. Économiser 100 µL du liquide surnageant d’infecter une monocouche frais de MDCKs avec 2 mL de 1 x MEM additionné de TPCK-trypsine et anticorps. N’oubliez pas de n’inclure un contrôle d’aucun anticorps pour chaque passage.
      NOTE : Augmenter la concentration de l’anticorps par deux fois (ou à la discrétion du chercheur) dans le passage suivant (tous les deux jours).
    12. Augmenter la concentration de l’anticorps dans chaque passage successifs jusqu'à ce que la croissance du virus est encore viable même avec une concentration finale de 0,6 mg/mL d’anticorps. Geler les coupes multiples de surnageant de chaque passage et conserver à -80 ° C.
      Remarque : Aucun contrôle anticorps n’est crucial dans la vérification de la croissance du virus à partir d’un passage à l’autre. S’il y a brut CPE dans le non contrôle de l’anticorps, mais aucun CPE dans le + groupe des anticorps, cela indique que la concentration de l’anticorps était trop élevée et aucun variants d’échappement ont été générés. S’il y a brut CPE dans le non contrôle de l’anticorps, mais seulement modérée des CPE dans le + groupe des anticorps, cela indique la présence de variants d’échappement potentiels. Dans le passage suivant, augmenter le volume de passage à 200 µL de liquide surnageant et maintenir la concentration d’anticorps pour augmenter la probabilité de générer des variantes de l’évasion.

3. Isolement des variantes échapper à travers la Plaque Purification

  1. des cellules de MDCK plaque dans une plaque 6 puits à une densité de 1 x 10 6 cellules/puits et incuber pendant au moins 4 h dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2).
  2. Diluer les anticorps dans 1 x MEM avec de la trypsine TPCK traités à partir de 300 µg/mL pour un volume de 250 µL et mélanger avec 250 µL de correspondants virus mutant de l’évasion. Virus repiquées en l’absence d’anticorps devraient également être plaque purifié.
  3. Aspirer les médias des cellules, laver avec du PBS 1 x trois fois et ajouter l’ensemble 500 µL du mélange anticorps-virus (étape 3.2).
  4. Incuber les boîtes pendant 1 h dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2) en veillant à rock en arrière pour éviter le dessèchement de la monocouche toutes les 10 min.
  5. Aspirer les mélanges des anticorps du virus et de reconstituer les puits avec les milieux gélosés de superposition contenant une quantité correspondante d’anticorps (300 µg/mL ; étape 3.2).
  6. Incuber la plaque pendant 40-44 h dans un incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2).
  7. Cercle les plaques visibles avec un marqueur de couleur bleue ou noire pour faciliter la cueillette plaque.
  8. Échappent à pick quatre plaques pour chaque combinaison anticorps-virus mutant, ainsi que les virus de type sauvage qui ont été repiquées dans les cellules MDCK ou des oeufs en l’absence d’anticorps.
  9. Remettre en suspension la plaque dans 100 µL de PBS 1 x.
  10. D’injecter l’ensemble 100 µL de virus mutant de la plaque échappement purifiée dans vieux de 10 jours, œufs de poule embryonnés SPF.
  11. Incuber les œufs pendant 40-44 h dans un incubateur à 37 ° C (sans 5 % CO 2).
  12. Effectuer un test d’hémagglutination afin de confirmer la présence du virus (étape 1.1).

4. Extraction de l’ARN Viral et Variation de séquence analyse de HA

  1. extrait l’ARN viral de 200 µL de liquide allantoïdien de virus mutant échappement avec une solution mono-phasique du phénol et guanidine isothiocyanate.
    ATTENTION : Le phénol est un réactif liquide volatil qui peut provoquer la toux, essoufflement et modérément irrite la peau par contact.
  2. Amplifier le segment HA de l’ARN viral à l’aide d’une transcriptase inverse et des segments de gène-spécifique des amorces pour la grippe A HA 27.
    Remarque : Les amorces universelles pour le virus de l’influenza B décrits dans le tableau 2 amplifient les deux l’AP (~ 1 800 bp) et le NA (~ 1 500 bp) 28.
  3. Résoudre le produit de la RT-PCR dans un gel d’agarose à 1 % et découper la bande correctement taille (~ 1 800 bp).
  4. Gel extrait du produit PCR à l’aide d’une méthode de purification de silice-membrane à base et envoyons l’ADNc codant pour l’ordonnancement de.
  5. Identifier le résidu d’acide aminé nécessaire à la liaison anticorps en différenciant les mutations trouvé sur variantes évasion putatif et subcultures de virus de type sauvage due à l’adaptation de la culture cellulaire ou immunologique sélection.
  6. Clone du produit PCR contenant la souche sauvage ou escape variante HA dans un vecteur d’expression pCAGGs (NotI et NheI).
  7. Liaison de l’anticorps à la variante évasion HA pouvant être évaluée par une des deux options (ou les deux) décrites ci-dessous.

5. Anticorps contraignantes Analyses d’échapper variantes

cellules 293 t
  1. Immunofluorescence
    1. plaque à une densité de 2 x 10 4 cellules/puits dans une plaque à 96 puits et incuber dans un incubateur à 37 ° C pendant 24 h (avec 5 % de CO 2).
    2. Transfecter les cellules avec 0,10 µg/puits des plasmides codant le mutant évasion HA pCAGGS, virus subcultures HA et HA sauvage (unpassaged) grâce à l’utilisation d’un réactif de transfection.
    3. Incuber les plaques à 96 puits pendant 48 h dans incubateur à 37 ° C (avec 5 % de CO 2).
    4. Fix avec 100 µL de paraformaldéhyde à 0,5 % pendant 15 min à température ambiante.
      ATTENTION : Paraformaldéhyde est un réactif liquide volatil qui peut provoquer la toux, essoufflement et modérément irrite la peau par contact. Il a été désigné comme un potentiel cancérogène pour les humain. Ajout du réactif doit être fait dans une hotte chimique.
    5. Lavage avec du PBS 1 x trois fois. Bloc avec du lait de 5 % dans du PBS 1 x pendant 1 h à température ambiante.
    6. Laver avec du PBS 1 x trois fois. Incuber 5 µg/ml d’anticorps d’intérêt pendant 1 h à température ambiante.
    7. Incuber avec 100 µL d’anticorps secondaire (anti-humain ou anti-souris Alexa 488) à une dilution de 1:2,000 en 1 x PBS/1% BSA pendant 1 h à RT dans l’obscurité.
    8. Laver avec du PBS 1 x trois fois. Observer les cellules sur un microscope à fluorescence pour coloration positive ou négative.
  2. Tri cellulaire activés par fluorescence (FACS)
    1. cellules 293 t plaque à une densité de 2 x 10 5 cellules/puits dans une plaque 6 puits et incuber à 37 ° C (avec 5 % de CO 2) pendant 24 h.
    2. Transfecter les cellules avec 0,50 µg/puits avec pCAGGS plasmides codant le mutant évasion HA, virus subcultures seulement HA et HA sauvage avec l’utilisation d’un réactif de transfection.
    3. Incuber les plaques 6 puits pendant 48 h à 37 ° C (avec 5 % de CO 2).
    4. Après 48 h, aspirer les milieux de culture et les laver avec du PBS 1 x deux fois doucement (en vous assurant que la monocouche est intacte).
    5. Récolter les cellules 293 t transfectées avec 500 µL de tampon de FACS (1 x PBS/2% sérum de veau foetal).
      Remarque : Tampon de FACS doit être préalablement réfrigérée à 4 ° c avant utilisation.
    6. Centrifuger les cellules 293 t récoltées à 300 x g pendant 5 min à 4 ° C.
    7. Aspirer le tampon de FACS et remettre en suspension avec 200 µL de tampon de FACS contenant du mAbs d’intérêt (concentration finale de 1 à 5 µg/mL). Incuber à RT pendant 20 min.
    8. Centrifuger les cellules à 300 g pendant 5 min à 4 ° C. Laver deux fois avec 500 µL de tampon de FACS. Aspirez soigneusement avec une pipette Pasteur en verre pour ne pas déranger le culot.
    9. Remettre en suspension avec 200 µL de tampon de FACS contenant l’anticorps secondaire conjugué à Alexa 488 (dilution finale de 1:1, 000). Incuber dans l’obscurité à 4 ° C pendant 20 min.
    10. Centrifuger les cellules à 300 g pendant 5 min à 4 ° C. Laver deux fois avec 500 µL de tampon de FACS et aspirer soigneusement le tampon de lavage.
    11. Resuspendre dans 500 µL de tampon de FACS et d’évaluer la liaison du mAbs et/ou polyclonal sérums aux cellules transfectées avec HA par FACS.
      Remarque : N’oubliez pas d’inclure un aucun contrôle Sérum polyclonal/mAb ainsi qu’un échantillon celllulaire dans l’expérience.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous avons utilisé précédemment des variations de cette méthode pour générer des variantes d’évasion à mAbs humains et murins induite par le vaccin contre la grippe saisonnière, la vaccination H7N9 ou séquentielle ADN/recombinant HA protéine vaccination4,5 ,6,7. Comme décrit ci-dessus, anticorps ont été d’abord caractérisés en utilisant les tests HI et micro-neutralisation afin de nous informer de quel protocole spécifique de continuer avec le prochain4,5. Anticorps 07-5D 03, 07-5F01, 07-5G 01, 07-4B03, 4E02-07 et 07-4D 05 se sont avérés pour avoir HI et neutralisation des activités contre le virus aviaire de H7N9 (A/Shanghai/1/2013) (tableau 1), et donc le protocole n° 1 (étape 2.1) a été utilisé. Pour mAbs à neutraliser ce manque activité HI, tels que 41-5E04, 045-051310-2B06, 042-100809-2F04 et S6-B01 (tableau 1), protocole 2 (étape 2.2) a été utilisé pour générer des variantes de l’évasion. Échappement cartographie mutante a révélé que bon nombre des anticorps reconnaissent des résidus importants dans des endroits distincts sur le viral HA4,5 (Figure 4). Bien que la majorité des anticorps HI-positives ont échapper mutants résidus près rapportées antérieurement sites antigéniques du H7 HA, les anticorps HI-négatif généré des mutants d’échappement avec mutations ponctuelles dans la région de la tige4,5 .

AnticorpsSalut l’activitéActivité NEUT
07-5D 03++
07-5F01++
07-5G 01++
07-4B03++
07-4E02++
07-4D 05++
41-5E04-+
045-051310-2B06-+
042-100809-2F04-+
S6-B01-+

Tableau 1 : Tableau d’activité HI et neutralisation des anticorps. Dix H7 spécifique mAbs isolées de personnes vaccinées avec un vaccin expérimental de H7N9 pièce différente en vitro activités antivirales5.

Primer avant (5'-3')Reverse Primer (5'-3')Conditions de Thermocylcer
IAVTATTCGTCTCAGGGAGCAAAAGCAGGGGATATCGTCTCGTATTAGTAGAAACAAGGGTGTTTT42 ° c pendant 60 min, 94 ° c pendant 2 min/5 cycles de 94 ° c pendant 20 s, 50 ° c pendant 30 s et 68 ° c pendant 3 min 30 s, suivie de 40 cycles de 94 ° c pendant 20 s, 58 ° c pendant 30 s et 68 ° c pendant 3 min 30 s avec un temps final extension à 68 ° c pendant 10 min
IBVGGGGGGAGCAGAAGCAGAGCCCGGGTTATTAGTAGTAACAAGAGC45 ° c à 55 ° c pendant 30 min, 60 min, 94 ° c pendant 2 min/5 cycles de 94 ° c pendant 20 s, 40 ° c pendant 30 s et 68 ° c pendant 3 min 30 s, suivie de 40 cycles de 94 ° c pendant 20 s , 58 ° c pendant 30 s et 68 ° c pendant 3 min 30 s avec un temps final extension à 68 ° c pendant 10 min

Tableau 2 : amorces de virus de grippe universelle. Paires d’amorces pour l’amplification des segments HA de27 de la grippe A et de B28 virus et de leurs conditions respectives thermocycleur.

figure-results-1
Figure 1 : test HI. Schéma (A) A pour la mise en place un test HI tester l’activité des deux souris spécifiques H1 mAbs 7 b 2 (tête spécifique) et 6F12 (tige spécifique) à l’aide d’une plaque de fond en V 96 puits et (B) un exemple des résultats d’un essai de HI23. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : test de micro-neutralisation. Un schéma pour mettre en place un test micro-neutralisation tester l’activité des deux mAbs humaine 4 055 et CR911417. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : génération de mutants d’échappement. La méthodologie proposée sera tributaire de la HI et l’activité de micro-neutralisation exposées par l’anticorps. La génération de mutants d’échappement contre (A) les anticorps neutralisants de HI-positif peuvent exiger un seul passage dans les oeufs, alors que les anticorps neutralisants de HI-négatif (B) peuvent impliquer plusieurs passages avec l’augmentation des quantités d’anticorps dans culture de cellules de tissus. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

figure-results-4
Figure 4 : exemple d’une carte de l’épitope du roman aviaire H7N9 HA généré avec variantes mutantes évasion. Anticorps induite par le vaccin isolement de personnes vaccinées avec un candidat H7N9 grippe un vaccin ont été utilisées pour générer des variantes mutantes d’évasion. Chaque résidu a indiqué en rouge représente l’emplacement des critiques acides aminés nécessaires pour la liaison efficace d’un mAb. Données ont été adaptées de Dunand-Henry et al., 20154. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bien que la majorité des résidus identifiés par l’intermédiaire de mutants d’échappement ont été exacte, les avertissements importants de cette approche est que les mutations ponctuelles de variants d’échappement peut mappent pas nécessairement au sein de l’empreinte moléculaire de l’anticorps, telle que déterminée par analyses structurales. Cela est dû à la possibilité d’une mutation à un certain résidu de conduire à un changement de conformation distal par rapport à l’emplacement du résidu muté, analogue à un effet allostérique. Une autre limitation est que cette méthodologie ne peut être appliquée pour la neutralisation des anticorps ; les anticorps que le manque de pression de sélection in vitro ne conduira pas à échapper à des mutants. Toutefois, cette limitation peut être surmontée avec l’utilisation d’un panel de variantes d’échappement générés par des anticorps neutralisants précédemment caractérisées. Tan et coll. permettant de mapper l’épitope d’un des anticorps non neutralisants7une variante de l’évasion d’un mAb neutralisant le virus H7N9.

Néanmoins, élucider les épitopes des anticorps par la génération des variants d’échappement fournit une alternative viable à la cristallographie et cryo-electron microscopy, qui nécessitent un investissement étendu de matériel. Autres solutions consistent à déterminer la région de liaison minimale du mAbs à l’aide de mutants de troncature/numérisation numérisation ou peptide alanine. Alanine mutagénèse de balayage peut exiger une quantité importante de travail dans la production d’un grand nombre de variantes au cours de dépistage29, numérisation de peptide est limitée aux épitopes linéaires30. La méthode décrite dans le présent protocole ne nécessite pas un équipement spécial ou technique et utilise en fait, existant en vitro neutralisation dosages modifiés pour générer des variantes d’évasion des anticorps d’intérêt.

Le protocole de production variantes d’évasion qui nécessitent plusieurs passages (par exemple, des anticorps spécifiques à tige) dépend fortement de la concentration initiale d’anticorps dans le passage 0. Il est préférable de pécher par excès de prudence et de commencer à un demi-rondin inférieure à la concentration inhibitrice maximale la moitié d’un anticorps d’un journal et de permettre la croissance robuste de virus. Le chercheur peut conjecturer qu’une culture de virus de titre élevé en présence de basse pression immunologique auront une grande variation génétique dans la population virale. Variantes d’échappement peuvent être sélectionnés pour en augmentant graduellement la concentration d’anticorps dans les passages suivants. Dans le cas où la croissance du virus diminue, la quantité de liquide surnageant viral peut être augmentée dans le passage suivant, tout en conservant la même quantité de concentration d’anticorps dans le passage précédent.

La majorité des vaccins contre la grippe universelle vise à susciter une forte réponse anticorps vers la région de la tige de l’AP. Les analyses des variantes d’échapper aux anticorps spécifiques à tige sont importants pour définir la relation entre la pression immunologique et de fitness de virus de la grippe. Fait intéressant, échappement des virus mutants résultant de tige spécifique mAbs étaient tout atténué en vivo en murine LD50 études4. Ces études fournissent des arguments solides pour les plates-formes de vaccination axés sur la tige. En outre, ce protocole pourrait servir à identifier des mutants d’échappement à d’autres composés antiviraux, tels que de petites molécules inhibitrices. Enfin, cette méthode n’est pas limitée aux glycoprotéines de surface de virus de grippe, mais peut aussi être appliquée plus largement afin de déterminer les épitopes d’autres glycoprotéines virales.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêt.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce projet a été financé en partie avec des fonds fédéraux depuis le National Institute of Allergy and Infectious Diseases, National Institutes of Health, Department of Health and Human Services, sous CEIRS contrat HHSN272201400008C (F.K.) ; U19AI109946 NIH-01 (F.K.) ; et P01AI097092-04S1 (P.E.L.).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Microplaque de culture Falcon à fond plat transparent de 96 puits traitée TC avec couvercleCorning, Inc.353072Utilisation de la plaque d’essai pour le test de microneutralisation
Falcon Plaque à fond en V transparent à 96 puitsCorning, Inc.353263Utilisation sur plaque de dosage pour le test d’inhibition de l’hémagglutination
1X Minimal Essential Medium (MEM)Gibco11095080Milieu d’infection
Tosyl phénylalanyl chlorométhyl (TPCK) trypsineSigma-AldrichT8802Clive les anticorps primitifs anti-NP (IAV) immatures HA0 à HA1 et HA2
BiotinylatedEMD MilliporeMAB8258BAnticorps qui reconnaît la protéine NP des virus de la grippe A
Anticorps primaire anti-NP biotinylé (IBV)EMD MilliporeMAB8260B-5Anticorps qui reconnaît la protéine NP des virus de la grippe B
Anticorps anti-streptavidine-HRPEMD Millipore18-152Ceci est utilisé comme anticorps secondaire pour le substrat de l’anticorps anti-NP biotinylé
HRP (SIGMAFAST-OPD)Sigma-AldrichP9187-5SETdichlorhydrate d’o-phénylènediamine soluble dans l’eau substrat pour HRP
Plaque à fond en V à 96 puitsNunc249662Plaque de dosage utilisée pour le test d’hémagglutination
Globules rouges de pouletLampire Biological Laboratories7201403Utilisé pour évaluer la capacité du virus de la grippe à agglutiner
TRIzolAmbion15596026Extraction de l’ARN
Superscript IIIInvitrogen12574018Reverse transcriptase
Gel Kit d’extractionQiagen28704Isolement d’un produit PCR amplifié
Lipofectamine 2000Invitrogen11668027Réactif de transfection
IgG anti-humain (H+L) Alexa Fluor 488InvitrogenA-11013Anticorps secondaire fluorescent pour l’homme anticorps
Anti-souris IgG (H+L) Alexa Fluor 488InvitrogenA-11001Anticorps secondaire fluorescent pour anticorps murins
Microplaque de polystyrène à 6 puitsCorning, Inc.
Agarose UltraPureInvitrogen16500500
Nalgene stockage à long terme CryotubesThermoFisher Scientific5012-0020Congélation du surnageant de culture virale
réassorti A/California/04/09 (H1)Laboratoireexprimant l’HA et le NA de A/California/04/09 (H1N1) avec les segments internes de A/Puerto Rico/8/34 (H1N1)
réassorti A/Shanghai/1/13 (H7)pâleexprimant l’HA et l’AN de A/Shanghai/1/13 (H7N9) avec les segments internes de A/Puerto Rico/8/34 (H1N1)Solution d’albumine
sérique bovine (35 %)Sigma-AldrichA7979
Kit d’extraction de gel Qiagen28704Purification de fragments d’ADN à base de membrane de silice
353934Virus réassorti du Palese Virus réassorti du Laboratoire

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Orthomyxoviridae: the viruses and their replication. , (2013).">Shaw, M. L., Palese, P. Orthomyxoviridae: the viruses and their replication. , (2013).
  2. The evolution of epidemic influenza. Nat Rev Genet. 8 (3), 196-205 (2007).">Nelson, M. I., Holmes, E. C. The evolution of epidemic influenza. Nat Rev Genet. 8 (3), 196-205 (2007).
  3. Quasispecies Theory and the Behavior of RNA Viruses. PLoS Pathog. 6 (7), e1001005(2010).">Lauring, A. S., Andino, R. Quasispecies Theory and the Behavior of RNA Viruses. PLoS Pathog. 6 (7), e1001005(2010).
  4. Preexisting human antibodies neutralize recently emerged H7N9 influenza strains. J Clin Invest. 125 (3), 1255-1268 (2015).">Henry Dunand, C. J., Leon, P. E., et al. Preexisting human antibodies neutralize recently emerged H7N9 influenza strains. J Clin Invest. 125 (3), 1255-1268 (2015).
  5. Both Neutralizing and Non-Neutralizing Human H7N9 Influenza Vaccine-Induced Monoclonal Antibodies Confer Protection. Cell Host Microbe. 19 (6), 800-813 (2016).">Dunand, C. J. H., Leon, P. E., et al. Both Neutralizing and Non-Neutralizing Human H7N9 Influenza Vaccine-Induced Monoclonal Antibodies Confer Protection. Cell Host Microbe. 19 (6), 800-813 (2016).
  6. Characterization of a Broadly Neutralizing Monoclonal Antibody That Targets the Fusion Domain of Group 2 Influenza A Virus Hemagglutinin. J Virol. 88 (23), 13580-13592 (2014).">Tan, G. S., Lee, P. S., et al. Characterization of a Broadly Neutralizing Monoclonal Antibody That Targets the Fusion Domain of Group 2 Influenza A Virus Hemagglutinin. J Virol. 88 (23), 13580-13592 (2014).
  7. Broadly-Reactive Neutralizing and Non-neutralizing Antibodies Directed against the H7 Influenza Virus Hemagglutinin Reveal Divergent Mechanisms of Protection. PLoS Pathog. 12 (4), e1005578(2016).">Tan, G. S., Leon, P. E., et al. Broadly-Reactive Neutralizing and Non-neutralizing Antibodies Directed against the H7 Influenza Virus Hemagglutinin Reveal Divergent Mechanisms of Protection. PLoS Pathog. 12 (4), e1005578(2016).
  8. Rapid generation of fully human monoclonal antibodies specific to a vaccinating antigen. Nat Protoc. 4 (3), 372-384 (2009).">Smith, K., Garman, L., et al. Rapid generation of fully human monoclonal antibodies specific to a vaccinating antigen. Nat Protoc. 4 (3), 372-384 (2009).
  9. Influenza virus vaccine based on the conserved hemagglutinin stalk domain. mBio. 1 (1), (2010).">Steel, J., Lowen, A. C., et al. Influenza virus vaccine based on the conserved hemagglutinin stalk domain. mBio. 1 (1), (2010).
  10. Chimeric hemagglutinin influenza virus vaccine constructs elicit broadly protective stalk-specific antibodies. J Virol. 87 (12), 6542-6550 (2013).">Krammer, F., Pica, N., Hai, R., Margine, I., Palese, P. Chimeric hemagglutinin influenza virus vaccine constructs elicit broadly protective stalk-specific antibodies. J Virol. 87 (12), 6542-6550 (2013).
  11. Vaccination with a synthetic peptide from the influenza virus hemagglutinin provides protection against distinct viral subtypes. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (44), 18979-18984 (2010).">Wang, T. T., Tan, G. S., et al. Vaccination with a synthetic peptide from the influenza virus hemagglutinin provides protection against distinct viral subtypes. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (44), 18979-18984 (2010).
  12. A stable trimeric influenza hemagglutinin stem as a broadly protective immunogen. Science. 349 (6254), 1301-1306 (2015).">Impagliazzo, A., Milder, F., et al. A stable trimeric influenza hemagglutinin stem as a broadly protective immunogen. Science. 349 (6254), 1301-1306 (2015).
  13. Advances in Universal Influenza Virus Vaccine Design and Antibody Mediated Therapies Based on Conserved Regions of the Hemagglutinin. Current Topics in Microbiology and Immunology. , (2014).">Krammer, F., Palese, P., Steel, J. Advances in Universal Influenza Virus Vaccine Design and Antibody Mediated Therapies Based on Conserved Regions of the Hemagglutinin. Current Topics in Microbiology and Immunology. , (2014).
  14. Vaccination with soluble headless hemagglutinin protects mice from challenge with divergent influenza viruses. Vaccine. 33 (29), 3314-3321 (2015).">Wohlbold, T. J., Nachbagauer, R., Margine, I., Tan, G. S., Hirsh, A., Krammer, F. Vaccination with soluble headless hemagglutinin protects mice from challenge with divergent influenza viruses. Vaccine. 33 (29), 3314-3321 (2015).
  15. Antibody recognition of a highly conserved influenza virus epitope. Science. 324 (5924), 246-251 (2009).">Ekiert, D. C., Bhabha, G., et al. Antibody recognition of a highly conserved influenza virus epitope. Science. 324 (5924), 246-251 (2009).
  16. A Highly Conserved Neutralizing Epitope on Group 2 Influenza A Viruses. Science. 333 (6044), 843-850 (2011).">Ekiert, D. C., Friesen, R. H. E., et al. A Highly Conserved Neutralizing Epitope on Group 2 Influenza A Viruses. Science. 333 (6044), 843-850 (2011).
  17. Highly Conserved Protective Epitopes on Influenza B Viruses. Science. 337 (6100), 1343-1348 (2012).">Dreyfus, C., Laursen, N. S., et al. Highly Conserved Protective Epitopes on Influenza B Viruses. Science. 337 (6100), 1343-1348 (2012).
  18. Cryo-electron Microscopy Structures of Chimeric Hemagglutinin Displayed on a Universal Influenza Vaccine Candidate. mBio. 7 (2), e00257(2016).">Tran, E. E. H., Podolsky, K. A., et al. Cryo-electron Microscopy Structures of Chimeric Hemagglutinin Displayed on a Universal Influenza Vaccine Candidate. mBio. 7 (2), e00257(2016).
  19. Structural identification of the antibody-binding sites of Hong Kong influenza haemagglutinin and their involvement in antigenic variation. Nature. 289 (5796), 373-378 (1981).">Wiley, D. C., Wilson, I. A., Skehel, J. J. Structural identification of the antibody-binding sites of Hong Kong influenza haemagglutinin and their involvement in antigenic variation. Nature. 289 (5796), 373-378 (1981).
  20. Antigenic structure of influenza virus haemagglutinin defined by hybridoma antibodies. Nature. 290 (5808), 713-717 (1981).">Gerhard, W., Yewdell, J., Frankel, M. E., Webster, R. Antigenic structure of influenza virus haemagglutinin defined by hybridoma antibodies. Nature. 290 (5808), 713-717 (1981).
  21. Enumeration of antigenic sites of influenza virus hemagglutinin. Infect Immun. 37 (3), 912-918 (1982).">Jackson, D. C., Murray, J. M., White, D. O., Gerhard, W. U. Enumeration of antigenic sites of influenza virus hemagglutinin. Infect Immun. 37 (3), 912-918 (1982).
  22. Epitope Mapping of the Hemagglutinin Molecule of A/(H1N1)pdm09 Influenza Virus by Using Monoclonal Antibody Escape Mutants. J Virol. 88 (21), 12364-12373 (2014).">Matsuzaki, Y., Sugawara, K., et al. Epitope Mapping of the Hemagglutinin Molecule of A/(H1N1)pdm09 Influenza Virus by Using Monoclonal Antibody Escape Mutants. J Virol. 88 (21), 12364-12373 (2014).
  23. A pan-H1 anti-hemagglutinin monoclonal antibody with potent broad-spectrum efficacy in vivo. J Virol. 86 (11), 6179-6188 (2012).">Tan, G. S., Krammer, F., Eggink, D., Kongchanagul, A., Moran, T. M., Palese, P. A pan-H1 anti-hemagglutinin monoclonal antibody with potent broad-spectrum efficacy in vivo. J Virol. 86 (11), 6179-6188 (2012).
  24. WHO manual on animal influenza diagnosis and surveillance. , (2002).">Geneva: World Health Organization. WHO manual on animal influenza diagnosis and surveillance. , (2002).
  25. Influenza Virus Propagation in Embryonated Chicken Eggs. J Vis Exp. (97), e52421(2015).">Brauer, R., Chen, P. Influenza Virus Propagation in Embryonated Chicken Eggs. J Vis Exp. (97), e52421(2015).
  26. Generation of Recombinant Influenza Virus from Plasmid DNA. J Vis Exp. (42), e2057(2010).">Martínez-Sobrido, L., García-Sastre, A. Generation of Recombinant Influenza Virus from Plasmid DNA. J Vis Exp. (42), e2057(2010).
  27. Universal primer set for the full-length amplification of all influenza A viruses. ArchVirol. 146 (12), 2275-2289 (2001).">Hoffmann, E., Stech, J., Guan, Y., Webster, R. G. Universal primer set for the full-length amplification of all influenza A viruses. ArchVirol. 146 (12), 2275-2289 (2001).
  28. Universal Influenza B Virus Genomic Amplification Facilitates Sequencing, Diagnostics, and Reverse Genetics. J Clin Microbiol. 52 (5), 1330-1337 (2014).">Zhou, B., Lin, X., et al. Universal Influenza B Virus Genomic Amplification Facilitates Sequencing, Diagnostics, and Reverse Genetics. J Clin Microbiol. 52 (5), 1330-1337 (2014).
  29. Exploring and designing protein function with restricted diversity. Curr Opin Chem Biol. 11, 347-354 (2007).">Sidhu, S. S., Kossiakoff, A. A. Exploring and designing protein function with restricted diversity. Curr Opin Chem Biol. 11, 347-354 (2007).
  30. Peptide Scanning-assisted Identification of a Monoclonal Antibody-recognized Linear B-cell Epitope. J Vis Exp. (121), e55417(2017).">Chen, C. -W., Chang, C. -Y. Peptide Scanning-assisted Identification of a Monoclonal Antibody-recognized Linear B-cell Epitope. J Vis Exp. (121), e55417(2017).

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