Summary

פרוטוקול המעבדה הגנטית ניתוחים תוכן הבטן של הימית Macroinvertebrates באמצעות קבוצה ספציפית rDNA תחל

Published: October 05, 2017
doi:

Summary

הנפוץ ביותר ניתוח תוכן הבטן של macroinvertebrates הם חזותיים. הדורשים ידע אינטנסיבי ונעשית מורפולוגי של אורגניזמים טרף, הם מתגעגעים טרף גוף רך, בשל comminution חזקה של טרף, הם כמעט בלתי אפשרית עבור אורגניזמים מסוימים, כולל amphipods. אנו מספקים נתונים היסטוריים, רומן גישות גנטיות עבור macroinvertebrate טרף זיהוי בתזונה של amphipods.

Abstract

ניתוח במארג המזון חיוני לצורך הבנה טובה יותר של מערכות אקולוגיות. לדוגמה, אינטראקציות מארג מזון יכול עוברים שינויים חמורה נגרמת על ידי הפלישה של מינים-ילידים. עם זאת, זיהוי מדויק של שדה טורף-טרף אינטראקציות קשה במקרים רבים. ניתוחים אלה לעיתים קרובות מבוססות על בדיקה חזותית של תוכן הבטן או הניתוח של יחסי איזוטופ יציב (אלפא15N ואלפא13ג). שיטות כאלה דורשים ידע מקיף, בהתאמה, גיוון מורפולוגיות או חתימה איזוטרופי של אורגניזמים טרף בודדים, שמוביל מכשולים הזיהוי המדויק של אורגניזמים טרף. ניתוח תוכן ויזואלי הבטן במיוחד לזלזל אורגניזמים טרף גוף רך, כי השרייה, שאורכה, בליעה, העיכול של אורגניזמים טרף להקשות זיהוי של מין מסוים. לפיכך, פולימראז תגובת שרשרת (PCR) המבוסס על אסטרטגיות, למשל השימוש של קבוצה ספציפית פריימר מגדיר, לספק כלי רב עוצמה עבור החקירה של אינטראקציות מארג מזון. כאן, אנו מתארים את הפרוטוקולים מפורט כדי לחקור את תכולת הבטן הצרכנים macroinvertebrate מן השדה באמצעות פריימר המיועדות לקבוצות ערכות עבור גרעיני חומצה deoxyribonucleic 30s ריבוזומלי (rDNA). דנ א יכול להיות חילוץ או כל דגימות (במקרה של taxa קטנה) או מתוך הבטן התוכן של דגימות שנאספו בשטח. נוכחות ויעילות פונקציונלי של תבניות DNA צריך לאשר ישירות מן הפרט נבדק באמצעות פריימר אוניברסלי מגדיר פילוח של יחידת משנה בהתאמה של ה-DNA. אנחנו גם להוכיח כי טרף נצרך יכול להיקבע נוספת לרמה מינים באמצעות PCR עם תחל המיועדות לקבוצות שלא שונתה בשילוב עם גדיל אחד העוקבים קונפורמציה פולימורפיזם (SSCP) ניתוחים באמצעות ג’ל לזיהוי. יתר על כן, אנו מראים כי השימוש שונים צבעי פלורסנט כתוויות מאפשר הקרנה מקבילים של שברי DNA של קבוצות שונות טרף מדגימות מרובים בטן תוכן באמצעות ניתוח אוטומטיות רסיס.

Introduction

אינטראקציות טורף-טרף, המהווים את רוב האינטראקציות עם מחלות ואת הדינמיקה מארג מזון, הם היבטים מרכזיים כדי לאפיין את פלקסים של חומר ואנרגיה ברחבי במארג המזון בתוך ובין מערכות אקולוגיות, אשר אחת ממטרותיה העיקריות של אקולוגיה 1. קביעת מקור וזרימה של פחמן וחומרים מזינים היא בהבנה של קישוריות אקולוגית בין מערכות אקולוגיות2. עם זאת, מערכות אקולוגיות, כגון נהרות, catchments שלהם, לא רק מקושרים על ידי פלקסים של חומר אורגני וחומרים מזינים, אלא גם על ידי התנועות של אורגניזמים3. לפיכך, שינויים הגידול מפריע לזרם של משאבים לקשר מערכות אלה יכול בחום לשנות מזון באתרי אינטרנט של שתי מערכות אקולוגיות, לא רק ישירות אלא בעקיפין גם על-ידי שינוי ההרכב בהתאמה של קהילות טורף-טרף. למשל, שינויים של במארג המזון הוכחו להיות מקושר התנועות של מינים (למשל, פורל הקשת בענן) טורף יחיד4. שינויים כאלה שעלולים לאיים על המגוון הביולוגי לבין תפקוד המערכת האקולוגית הימית. לפיכך, ניתוח אינטראקציות טורף-טרף בשדה חיונית כדי לקבוע את ההשפעה של האדם-induced שינויים סביבתיים, כגון שיטות ניהול מים, על המגוון הביולוגי מקורית של המערכת האקולוגית הימית.

מאחר מעקב אחר קישורים עם מחלות קשות במערכות מורכבות, מספר גישות הוקמו המאפשרים את ההערכה של האכלה אינטראקציות שדה5. באופן מסורתי, חקירות של האכלה אינטראקציות בשדה מבוססים על זיהוי חזותי שרידי טרף במעיים ביתור ודורשים ידע נרחב על הטרף מורפולוגיות הגיוון. ניתוח תוכן ויזואלי בטן סיפקו תובנות על השימוש במשאבים של מספר קבוצות של צרכנים (למשל, וריאציה עונתיים בתזונה של לובסטר6 דגים7,8 או האכלה והעדפות של משטרגליים). עם זאת, התהליך הפיזי של מערכת העיכול מקשה על ניתוח תוכן ויזואלי בטן ומתגעגעת בדרך כלל גוף רך טרף-אורגניזמים9. עבור מינים האכלה דרך בליעה נוזלי או כמה צרכני הגעה באופן אינטנסיבי comminute את האוכל שלהם לפני בליעה, כמו amphipods, זיהוי חזותי של הטרף מינים בתוכן הבטן הוא בלתי אפשרי10. בשל מגבלות אלו, אנליזה מולקולרית מספק אלטרנטיבה מבטיחה.

ניתוחים מולקולריים הפכו עתה כלי משותף המאפשר זיהוי מהיר ומדויק טרף בתכולת מעיים. מגוון טכניקות אלה הוא מגוונים: אסטרטגיות בהתבסס על נוגדנים חד-שבטיים או תגובות שרשרת של פולימראז (PCR) משמשים לעתים קרובות, בגלל שלהם גבוהה ירידה לפרטים ורגישות11. הפיתוח של נוגדנים חד-שבטיים החדש ואת עלות-אינטנסיבית, לכן, היישום של טכניקות מולקולריות אחרות הוא יותר שימושי כאשר נוגדנים אינם קיימים כבר11. גישה נפוצה אחרת היא ההגברה של מחוזות חומצה deoxyribonucleic (DNA), כמו חומצה ריבונוקלאית 30s ריבוזומלי (RNA) גנים נוכח רוב המינים, באמצעות פריימר אוניברסלי מגדיר12,13. בעת שימוש בטכניקה זו, הוא לעתים קרובות לא ניתן לזהות מגוון רחב של אורגניזמים טרף בתוך מקורות מעורבות של הדנ א14. גישה יעילה כדי להימנע כזה חיסרון הוא להשתמש המיועדות לקבוצות פריימר מגדיר עבור ניתוח תוכן הבטן גנטי. שנועד להגביר רק DNA אזורים של קבוצות יעד מסוים או לא לכלול כל שאר המינים15,16, המיועדות לקבוצות תחל להפעיל זיהוי של אורגניזמים טרף ברמה טקסונומי של הקבוצות שצוין ללא ניתוחים משניים של עלות-אינטנסיבית. עם זאת, כמו כל בטן ניתוח תוכן, ניתוח כזה מספקים רק תמונה של האכלה התנהגות. לכן, שילוב של ניתוח תוכן הבטן מולקולרית עם ניתוחים של שילוב זמן המשדרים טבעי (למשל, איזוטופים היציבים) נחשב מועיל1,2.

כאן, אנו מתארים שיטה מפורטת חקירות מבוסס ה-PCR של טורף-טרף אינטראקציות באמצעות פריימר המיועדות לקבוצות ערכות עבור גרעיני ribosomal DNA (rDNA) אזורים להיות משולבת עם איזוטופ יציב ניתוחים של הדגימה זהה. אנו מתארים את הגילוי של ה-DNA של קבוצות טרף יחיד באמצעות agarose בג’ל. בנוסף, אנו מציגים הזדמנות נוספת במורד הזרם ניתוחים של מוצרי ה-PCR תחל המיועדות לקבוצות כזה ישים בכל פעם בטקסונומיה ברזולוציה גבוהה יותר מאשר ירידה לפרטים תחל נדרש. כי הדנ א נטושים יחיד (ssDNA) קטעים טופס שלישוני הייצורים החיים שנקבעות על-ידי רצף העיקרי שלהם17, וריאציות קטנות בתוך שברי מוגבר על ידי תחל המיועדות לקבוצות כאלה להוביל שינויים הסתגלותי. שינויים כאלה יכולים יזוהו על-ידי צירוף יחיד קונפורמציה פולימורפיזם (SSCP) ניתוחים עם ג’לים לזיהוי17,18, מתן אפשרות של זיהוי מדויק יותר של הטרף אורגניזמים (עד לרמת מינים).

בעוד agarose בג’ל הוא כלי נפוץ וזול כדי להמחיש שברי DNA ולקבוע שלהם אורך משוער19, הרזולוציה תלוי בכמות ה-DNA ומשמש לצבוע מכתימים20. בדרך כלל, הפריט החזותי הוא ישר קדימה בעת עבודה עם דגימות דנ א טהור, אבל כמויות נמוכות באופן פוטנציאלי של הטרף DNA בתוכן הבטן של הצרכנים יכול לסבך על מניה של agarose ג’ל אלקטרופורזה תוצאות. עדיין, זיהוי שיטה זו אפשרית על המסך מספר נמוך של הצרכן דגימות מן השדה עבור אחד או כמה טרף קבוצות, אך סיבוך על מניה גורם ההקרנה של מספר רב של דוגמאות taxa טרף מרובות מאוד זמן אינטנסיבית ובכך אכן. שיטת זיהוי רגיש יותר הוא ניתוח אוטומטיות של קטעים באמצעות אלקטרופורזה נימי, אשר בנוסף מאפשר קביעת האורך המדויק של שברי21. מספר microsatellite המבוסס על מחקרים הראו כי באמצעות צבעי פלורסנט שונים כמו תוויות, זה אפשרי ויוכל לקבוע שברים שונים של אורך דומות על ידי אוטומטיות רסיס ניתוח22,23, 24. לכן, אנו מציגים גם פרוטוקול מפורט לצורך זיהוי מקבילים של ה-DNA של הטרף מרובים באמצעות PCR עם תוויות ייחודיות לקבוצה פריימר ערכות זיהוי באמצעות ניתוח אוטומטיות רסיס עם ברצף אוטומטיות קבוצות. בנוסף, אנו מציגים תוצאות של חקר מקרה הממחיש זיהוי ה-DNA טרף באמצעות ניתוח אוטומטיות רסיס היא גישה המאפשרת גם על כימות היחסי של הטרף בלע.

Protocol

1. לאסוף Macroinvertebrates מהשדה ולהכין את הדגימות ניתוח תוכן הבטן גנטי. Macroinvertebrates לאסוף בכל אתר, למיין ליחידים של הצרכן מין עניין לתוך צינורות יחיד, ומקפיאים ישירות חנקן נוזלי או קרח יבש כדי למנוע בטן סיווג והשפלה של דנ א. הערה: הימנע משמירת דגימות של האלכוהול, macroinvertebrates מסוימים נוטים להק…

Representative Results

השתמשנו בהצלחה את השלבים המתוארים בפרק זה פרוטוקול דיאטה ניתוחים במסגרת מחקרים שונים. בחלק זה, אנו מציגים דוגמאות המתארות את הישימות של הסעיפים השונים של הפרוטוקול. לדוגמה, כדי להדגים את היעילות של קבוצות ייחודיות לקבוצה פריימר נוסדה על …

Discussion

כאן, אנו מציגים שיטה קלה וחסכונית עבור נחישות מבוססי ה-PCR של טורף-טרף אינטראקציות מדגימות שדה באמצעות תחל קבוצה ספציפית עבור אזורים rDNA, אשר יכול להיות משולב עם אחרים ניתוחים שאינם-מולקולרית של דגימות באותו. עם זאת, ישנם מספר שלבים קריטיים בתוך הפרוטוקול. ראשית, שמבטיח יחודיות של תחל שימוש ח?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנו מודים שערותיו ארוכות ואפורות Classen ממכון המחקר על המערכת האקולוגית ניתוח והערכה (gaiac), RWTH אאכן על הסיוע בהקמת קבוצות ייחודיות לקבוצה פריימר בשימוש בפרוטוקול זה. אנו מודים גם פיטר מרטין, לורה Schynawa מ אוניברסיטת קיל עבור שיתוף הפעולה בניסויים של קרדית מים. אנו מודים גם את אסיסטנטים טכני לצורך שמירת למעבדה תקינה והכנת הקופה של חברות ושל מספרי קטלוג. עבודה זו נתמכה על ידי קרן מחקר גרמני (DFG; פרוייקט ג ‘ נרל אלקטריק 2219/3-1).

Materials

liquid nitrogen Any NA For transport of field samples of macroinvertebrates to the laboratory.
1.5 ml reaction tubes – Safelock Any NA For collection of consumer specimens in the field and subsequent conservation in liquid nitrogen reaction tubes do not necessarily need to be PCR clean. To avoid exploding of the tubes, the lid of the tubes should be punctured with a needle.
Stereomicroscope Any NA Make sure magnification is suitable to prepare the gastro-intestinaltract of the size of consumer of interest.
Petri dishes Any NA To dissect the gastro-intestinal tract of consumer specimens under the stereomikroscope.
Stainless steel foceps: Dumont forceps No. 7 Bioform B40d This curved stainless steel forceps can sometimes be very helful to hold specimen fixed inbetween the curved part without puncturing the gastro-intestinal tract.
Stainless steel foceps: Dumont forceps Electronic No. 5 Bioform B40b This fine stainless steel forceps is ideally suited for the preparation of the gastro-intestinal tract of consumer specimens.
DNA-ExitusPlus AppliChem A7409,1000RF Decontamination solution for the removal of DNA and RNA contaminations
fuzz-free paper towel Any NA
Lab scale Any NA Precision needs to be at least 0.01 g.
Microlitre pipettes (0.5-10/10-100/50-200/100-1000 μL) Any NA
Safe-Lock Tubes 2.0 ml VWR 211-2165 It is crucial that these raction tubes are free of DNA, DNase, RNase and PCR inhibitors (PCR clean)!
Safe-Lock Tubes 1.5 ml VWR 211-2164 It is crucial that these raction tubes are free of DNA, DNase, RNase and PCR inhibitors (PCR clean)!
Sodium chloride ≥99.5%, p.a., ACS, ISO carlroth 3957.3 For salt extraction buffer (SEB) and 5M NaCl-solution required for extraction of DNA.
Tris(hydroxymethyl)-aminomethane Tris carlroth 4855.2 For salt extraction buffer (SEB) and TBE buffer
Microlitre pipettes (0.5-10/10-100/50-200/100-1000 μL) carlroth 8043.1 For salt extraction buffer (SEB) and TBE buffer
Boric acid ≥99.8 %, p.a., ACS, ISO carlroth 6943.2 For TBE buffer. Not needed if commercialy available TBE buffer is obtained.
Sodium dodecyl sulfate (SDS) carlroth 4360.1 For extraction of DNA
Proteinase K lyophil. carlroth 7528.1 Prepare a working solution containing 10 mg/ml.
TissueLyser II Quiagen 85300 Bead mill for homogenization of the samples.
Stainless Steel Beads, 5 mm Quiagen 69989 For homogenization of samples.
Heating Thermoshaker Any NA
Vortex Mixer Any NA
Refrigerated centrifuge: himac CT 15 RE Hitachi NA Refrigerated centrifuge used for centrifugation during the extraction of DNA (Protocol 1).
Isopropanol carlroth 6752.5
Ethanol 99.8 %, p.a. Any NA
Water Molecular biology grade (ddH2O) AppliChem A7398,1000 nuclease-free (stream sterilized and DEPC treated) water used for re-suspension of DNA and whenever refered to ddH2O within the manuscript
Unmodified Olegonucleotides Eurofins MWG Operon NA Primers unlabeled
Modified olegonucleotides Metabion International AG NA Primers labelled
peqGOLD Taq all inclusive VWR Peqlab 01-1000 Taq all inclusive for PCR reaction mixtures (reaction buffer Y and S, dNTPs and MgCl2)
Primus 96 advanced gradient thermocycler or peqStar96x Universal Gradient Peqlab NA Primer sets were originally established on a Primus 96 advanced gradient thermocycler. As this cycler was quite old, we than checked if our primer sets are efficient and specific under the same conditions using the peqSta96x (which also could simulate the older model). However, tests showed that our primers work well and are still specific (see Koester et al. 2013) without using the simulation of the old machine.
Standard 96 Well PCR Plates VWR Peqlab 732-2879 Used for PCR reactions.
Low Profile Tube Stripes 0.15 ml with Flat Cap Stripes VWR Peqlab 732-3223 Cap stripes used to close the PCR plates.
Agarose Peqlab 35-1020 Used for gel electrophoresis.
Microwave Any NA
Conical flask Any NA
Measuring cylinder Any NA
Horizontal electrophoresis unit and respective combs with teeth Any NA For agarose gel electrophoresis.
Electrophoresis Power Supply PS3002 Life Technologies NA
Ethidium bromide solution 1 % carlroth 2218.1 Used to prepare staining bath for agarose gels.
Formamide carlroth 6749.1 Needded for the denaturation buffer for SSCP analyses.
Bromphenol blue AppliChem A3640.0010 Needed for the loading dye for agarose gel electrophoresis.
Sucrose carlroth 4621.1 Needed for the loading dye for agarose gel electrophoresis.
100 bp-DNA-Ladder extended carlroth T835.1 As size standard for agarose gel electrophoresis.
UV-Documentation system Any NA To visualize gel electrophoresis results.
Rotiphorese NF-Acrylamide/Bis-solution 40 % (29:1) carlroth A121.1 For the preparation of polyacrylamid gels.
Ammonium peroxydisulphate carlroth 9592.2 For the preparation of polyacrylamid gels.
foldback clips (32 mm) Any NA For the preparation of polyacrylamid gels.
square-shaped plastic box (21 × 6.5 × 5 cm) Any NA For the preparation of polyacrylamid gels.
Tetramethylethylenediamine (TEMED) carlroth 23.67.1 For the preparation of polyacrylamid gels.
Beaker Any NA
RC 10 Digital chiller VWR 462-0138 For SSCP analyses using polyacrylamide gel electrophoresis.
Vertical electrophoresis unit P10DS (OWL Separation Systems) VWR 700-2361 For SSCP analyses using polyacrylamide gel electrophoresis.
Notched glass plate VWR 730-0261 For SSCP analyses using polyacrylamide gel electrophoresis.
Blank glass plate VWR 730-0260 For SSCP analyses using polyacrylamide gel electrophoresis.
Spacers VWR 730-0262 For SSCP analyses using polyacrylamide gel electrophoresis.
Comb with 25 teeth VWR 730-0294 For SSCP analyses using polyacrylamide gel electrophoresis.
Shaking platform Any NA For constant shaking of the staining bath.
GelStar Nucleic Acid Stain (Lonza Rockland, Inc.) Biozym 850535 (50535) For staining of polyacrylamide gels.
GenomeLab DNA Size Standard Kit 400bp AB Sciex 608098 For automated fragment analyses. Size stanard for Batch B.
GenomeLab DNA Size Standard Kit 600bp AB Sciex 608095 For automated fragment analyses. Size stanard for Batch A.
Sample Loading Solution (SLS) AB Sciex 608082 For automated fragment analyses.
Sequenzing plate – 96 Well Polypropylene PCR Microplate Costar 6551 For automated fragment analyses.
Plate centrifuge, PerfectSpin P VWR Peqlab NA mini plate centrifuge used to spin down PCR products.
Buffer plate – 96 Well EIA/RIA Clear Flat Bottom Polystyrene Not Treated Microplate Corning 9017 For automated fragment analyses.
GenomeLab Seperation buffer AB Sciex 608012 For automated fragment analyses.
Separation Gel – LPAI AB Sciex 608010 For automated fragment analyses.
Sequenzer – CEQ8000 Genetic Analysis System Beckman Coulter NA For automated fragment analyses.
GeneMarker V1.95 Softgenetics NA To analyze results of automated fragment analyses.

References

  1. Carreon-Martinez, L., Heath, D. D. Revolution in food web analysis and trophic ecology: diet analysis by DNA and stable isotope analysis. Mol Ecol. 9 (1), 25-27 (2010).
  2. Hardy, C. M., Krull, E. S., Hartley, D. M., Oliver, R. L. Carbon source accounting for fish using combined DNA and stable isotope analyses in a regulated lowland river weir pool. Mol Ecol. 19 (1), 197-212 (2010).
  3. Baxter, C. V., Fausch, K. D., Saunders, W. C. Tangled webs: reciprocal flows of invertebrate prey link streams and riparian zones. Freshwater Biol. 50 (2), 201-220 (2005).
  4. Baxter, C. V., Fausch, K. D., Murakami, M., Chapman, P. L. Fish invasion restructures stream and forest food webs by interrupting reciprocal prey subsidies. Ecol. 85 (10), 2656-2663 (2004).
  5. Traugott, M., Kamenova, S., Ruess, L., Seeber, J., Plantegenest, M. Empirically Characterising Trophic Networks: What Emerging DNA-Based Methods, Stable Isotope and Fatty Acid Analyses Can Offer. Adv. Ecol. Res. Vol 49: Ecological Networks in an Agricultural World. 49, 177-224 (2013).
  6. Diaz Arredondo, M. A., Guzman del Proo, S. A. Feeding habits of the spiny lobster (Panulirus interruptus Randall, 1840) in Bahia Tortugas, Baja California Sur. Cienc Mar. 21 (4), 439-462 (1995).
  7. Letourneur, Y., Galzin, R., Harmelin-Vivien, M. Temporal variations in the diet of the damselfish Stegastes nigricans (Lacepède) on a Réunion fringing reef. J Exp Mar Biol Ecol. 217 (1), 1-18 (1997).
  8. Akin, S., Winemiller, K. O. Seasonal variation in food web composition and structure in a temperate tidal estuary. Estuar Coast. 29 (4), 552-567 (2006).
  9. Redd, K. S., Jarman, S. N., Frusher, S. D., Johnson, C. R. A molecular approach to identify prey of the southern rock lobster. Bull Entomol Res. 98 (3), 233-238 (2008).
  10. Gergs, R. Dreissena polymorpha in Lake Constance: An example of a keystone engineer?. Universität Konstanz. , (2009).
  11. Sheppard, S. K., Harwood, J. D. Advances in molecular ecology: tracking trophic links through predator-prey food-webs. Funct Ecol. 19 (5), 751-762 (2005).
  12. Jarman, S. N., Ward, R. D., Elliott, N. G. Oligonucleotide primers for PCR amplification of coelomate introns. Mar Biotechnol (NY). 4 (4), 347-355 (2002).
  13. Verma, S. K., Singh, L. Novel universal primers establish identity of an enormous number of animal species for forensic application. Mol Ecol Notes. 3 (1), 28-31 (2003).
  14. Deagle, B. E., et al. Molecular scatology as a tool to study diet: analysis of prey DNA in scats from captive Steller sea lions. Mol Ecol. 14 (6), 1831-1842 (2005).
  15. Jarman, S. N., Deagle, B. E., Gales, N. J. Group-specific polymerase chain reaction for DNA-based analysis of species diversity and identity in dietary samples. Mol Ecol. 13 (5), 1313-1322 (2004).
  16. Jarman, S. N., Redd, K. S., Gales, N. J. Group-specific primers for amplifying DNA sequences that identify Amphipoda, Cephalopoda, Echinodermata, Gastropoda, Isopoda, Ostracoda and Thoracica. Mol Ecol Notes. 6 (1), 268-271 (2006).
  17. Hayashi, K., Yandell, D. W. How sensitive is PCR-SSCP?. Hum Mutat. 2 (5), 338-346 (1993).
  18. Glavač, D., Dean, M. Optimization of the single-strand conformation polymorphism (SSCP) technique for detection of point mutations. Hum Mutat. 2 (5), 404-414 (1993).
  19. Mülhardt, C. . Der Experimentator Molekularbiologie / Genomics. , (2013).
  20. Lee, S. V., Bahaman, A. R. Discriminatory Power of Agarose Gel Electrophoresis in DNA Fragments Analysis. Gel Electrophoresis – Principles and Basics. , (2012).
  21. Wang, X. W., et al. A new electrophoresis technique to separate microsatellite alleles. Afr J Biotechnol. 8 (11), 2432-2436 (2009).
  22. Gemmer, I., Gergs, R. Characterization of the first twelve microsatellite loci for the amphipod Gammarus roeselii (Crustacea: Amphipoda). Conserv Genet Resour. 5 (4), 955-957 (2013).
  23. Olafsson, K., Hjorleifsdottir, S., Pampoulie, C., Hreggvidsson, G. O., Gudjonsson, S. Novel set of multiplex assays (SalPrint15) for efficient analysis of 15 microsatellite loci of contemporary samples of the Atlantic salmon (Salmo salar). Mol Ecol Resour. 10 (3), 533-537 (2010).
  24. Baric, S., Hollrigl, A., Fureder, L., Petutschnig, J., Dalla Via, J. First analysis of genetic variability in Carinthian populations of the white-clawed crayfish Austropotamobius pallipes. Bull. Fr. Peche Piscicult. (380-381), 977-990 (2006).
  25. Koester, M., Gergs, R. No evidence for intraguild predation of Dikerogammarus villosus (Sowinsky, 1894) at an invasion front in the Untere Lorze, Switzerland. Aquat Invasions. 9 (4), 489-497 (2014).
  26. Sonnenberg, R., Nolte, A. W., Tautz, D. An evaluation of LSU rDNA D1-D2 sequences for their use in species identification. Front Zool. 4 (6), 6 (2007).
  27. Koester, M., Bayer, B., Gergs, R. Is Dikerogammarus villosus (Crustacea, Gammaridae) a ‘killer shrimp’ in the River Rhine system?. Hydrobiologia. 768 (1), 299-313 (2016).
  28. Koester, M., Claßen, S., Gergs, R. Establishment of group-specific PCR primers for the identification of freshwater macroinvertebrates. Conserv Genet Resour. 5 (4), 1091-1093 (2013).
  29. Martin, P., Koester, M., Schynawa, L., Gergs, R. First detection of prey DNA in Hygrobates fluviatilis (Hydrachnidia, Acari): a new approach for determining predator-prey relationships in water mites. Exp Appl Acarol. 67 (3), 373-380 (2015).
  30. Deagle, B. E., et al. Studying Seabird Diet through Genetic Analysis of Faeces: A Case Study on Macaroni Penguins (Eudyptes chrysolophus). PLoS One. 2 (9), e831 (2007).
  31. Sint, D., Niederklapfer, B., Kaufmann, R., Traugott, M. Group-Specific Multiplex PCR Detection Systems for the Identification of Flying Insect Prey. PLoS One. 9 (12), e115501 (2014).
  32. Zarzoso-Lacoste, D., Corse, E., Vidal, E. Improving PCR detection of prey in molecular diet studies: importance of group-specific primer set selection and extraction protocol performances. Mol Ecol Resour. 13 (1), 117-127 (2013).
  33. Vestheim, H., Jarman, S. Blocking primers to enhance PCR amplification of rare sequences in mixed samples – a case study on prey DNA in Antarctic krill stomachs. Front Zool. 5 (1), 12 (2008).
  34. Harper, G. L., et al. Rapid screening of invertebrate predators for multiple prey DNA targets. Mol Ecol. 14 (3), 819-827 (2005).
check_url/fr/56132?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Koester, M., Gergs, R. Laboratory Protocol for Genetic Gut Content Analyses of Aquatic Macroinvertebrates Using Group-specific rDNA Primers. J. Vis. Exp. (128), e56132, doi:10.3791/56132 (2017).

View Video