Évaluation de Dictyostelium discoideum réponse à la Stimulation mécanique aiguë
Summary
Nous décrivons ici les méthodes d’évaluation de la réponse cellulaire à la stimulation mécanique aiguë. Dans l’analyse axée sur la microscopie, nous examinons la localisation des biocapteurs fluorescent marqué après stimulation brève avec un écoulement cisaillé. Nous testons également l’activation de différentes protéines d’intérêt en réponse à une stimulation mécanique aiguë biochimiquement.
Abstract
Chimiotactisme, ou la migration vers le haut une pente d’un facteur chimiotactique, est le mode le mieux compris de migration dirigée. Des études utilisant l’amibe sociale Dictyostelium discoideum a révélé qu’un réseau de transduction de signal complexe de voies parallèles amplifie la réponse à chimioattractants et mène à la polymérisation de l’actine biaisée et saillie d’un pseudopodes dans le direction d’un dégradé. En revanche, les mécanismes moléculaires conduisant des autres types de migration dirigée, par exemple, en raison de l’exposition pour cisailler des flux ou des champs électriques, ne sont pas connus. De nombreux régulateurs de la chimiotaxie pièce localisation à la tête ou bord de calorifugeage d’une cellule de migration, ainsi que montrent des changements transitoires localisation ou activation suite à la stimulation globale avec un facteur chimiotactique. Pour comprendre les mécanismes moléculaires d’autres types de migration dirigée, nous avons développé une méthode qui permet l’examen de la réponse cellulaire à la stimulation mécanique aiguë en bref (2 à 5 s) une exposition aux flux de cisaillement. Cette stimulation peut être livrée dans un canal tout en imagerie de cellules exprimant des biocapteurs fluorescent marqué afin d’examiner le comportement des cellules individuelles. En outre, la population de cellules peut être stimulée dans une assiette, lysées et l’immunoblotted en utilisant des anticorps qui reconnaissent les versions actives des protéines d’intérêt. En combinant les deux tests, on peut examiner un large éventail de molécules activées par des changements dans la localisation sous-cellulaire et/ou la phosphorylation. En utilisant cette méthode, nous avons déterminé que la stimulation mécanique aiguë déclenche l’activation des réseaux chimiotactique signal transduction et actine cytosquelette. La possibilité d’examiner les réponses cellulaires à la stimulation mécanique aiguë est importante pour comprendre les événements déclencheurs nécessaires pour la motilité induite par le flux de cisaillement. Cette approche fournit également un outil pour l’étude du réseau de transduction de signal chimiotactique sans l’influence de confusion du récepteur facteur chimiotactique.
Introduction
Migration des cellules eucaryotes est biaisée par divers indices physiques et chimiques dans l’environnement, y compris les gradients des chimioattractants soluble ou substrat-bondissent, rigidité variable des substrats, des champs électriques ou un écoulement cisaillé. Bien qu’il y a eu de nombreux progrès dans notre compréhension des mécanismes moléculaires conduisant à la chimiotaxie, moins est connu sur les autres types de migration dirigée et comment ces divers signaux est intégrés au niveau cellulaire pour produire un unifié migrateurs réponse.
Réalisé la migration vers une concentration accrue d’un facteur chimiotactique comporte trois composantes comportementales : mobilité, détection directionnelle et polarité1. Motilité fait référence au mouvement aléatoire des cellules en saillie de pseudopodes. Directionnel de détection est la capacité d’une cellule à détecter la source d’un facteur chimiotactique, qui peut se produire même en immobilisé les cellules. Polarité se réfère à la distribution asymétrique plus stable des composants intracellulaires entre le leader et le bord en retard d’une cellule, ce qui conduit à une persistance accrue en mouvement.
Réponse cellulaire à un facteur chimiotactique dépend de l’activité de quatre réseaux de régulation définis sur le plan conceptuel : récepteur / G protéines, transduction du signal, le cytosquelette d’actine et polarité1. Chemoattractant liaison à des récepteurs couplés aux protéines G transmet le signal via heterotrimeric G protéines α et βγ au réseau de transduction du signal en aval, qui amplifie le signal directionnel. Des voies multiples au sein du réseau de transduction de signal en parallèle et alimentent le réseau de cytosquelette d’actine à la polymérisation de l’actine biais et saillie de pseudopodes qui en résulte, dans le sens du dégradé. Parmi les importants régulateurs de la chimiotaxie sont Ras GTPase, TorC2, phosphoinositide 3-kinase (PI3K), phosphatase et tensine homologue (PTEN) et guanylyl cyclase. Mécanismes de rétroaction au sein du réseau de transduction de signal, ainsi qu’entre la transduction du signal et réseaux de l’actine cytosquelette encore amplifient la réponse. Enfin, le réseau de polarité mal définis reçoit l’entrée du cytosquelette d’actine et biaise davantage le réseau de transduction de signal pour promouvoir la migration persistante dans le sens du dégradé.
Une grande partie de notre interprétation mécaniste de la chimiotaxie a été rendue possible en raison du développement de biocapteurs fluorescent-étiquetées pour divers éléments des réseaux de régulation. Beaucoup de régulateurs de chimiotactisme ont une répartition asymétrique de la molécule de réglementation elle-même ou son activité. Par exemple, biocapteurs qui reconnaissent activé versions de petites GTPases Ras et Rap1 – domaines de liaison du Ras de Raf1 (dénommé RBD ici) et RalGDS, respectivement – localiser à la fine pointe de la cellule chemotaxing2,3. De même, PI3K et son produit phosphatidylinositol (3,4,5)-trisphosphate (PIP3), reconnu par un domaine d’homologie (PH) pleckstrine, montrent également la localisation à l’avant d’une cellule4,5. En revanche, un gène PTEN 3-phosphatase, qui reconvertit PIP3 phosphatidylinositol (4,5)-bisphosphate, se localise au bord de la cellule6en retard de développement. Ce qui est important, ces biocapteurs changent leur localisation en réponse à la stimulation globale avec un facteur chimiotactique. Marqueurs pointe qui sont cytosoliques ou sur les conseils de saillies dans une cellule au repos, relocaliser au cortex, tandis que les balises de bord, qui ont une localisation corticale et sont absents à la traîne depuis le bout des protubérances dans une cellule au repos, devenir cytosolique après stimulation. Analyse de la distribution de biocapteur en réponse à la stimulation globale avec un facteur chimiotactique minimise la contribution de la motilité et de la polarité, qui confond souvent les observations. La stimulation globale ou uniforme d’une suspension de cellules avec un facteur chimiotactique est également utilisée comme un outil pour évaluer l’évolution de l’ensemble de la population dans l’activation de la protéine, souvent détecté par phosphorylation de protéines,7,8,9 . Ce dosage biochimique est principalement utilisé pour obtenir des informations temporelles, alors que la microscopie sert à recueillir des informations spatiales et temporelles sur le comportement des diverses composantes des réseaux réglementaires.
Le réseau de transduction de signal comporte un système excitables10,11. Réponses aux stimuli chimiotactiques supraliminaire sont « tout ou rien » et affichent les périodes réfractaires. Les réponses sont également déclenchés de manière stochastique et peuvent montrer des comportement oscillatoire. Événements de transduction de signal sont localisées aux régions du cortex qui se propagent en ondes12,13,14,15. Avant, arrière, marqueurs sont recrutés à ou dissocient, les zones actives des propagation des ondes. En raison de la région réfractaire à la zone active, les vagues opposées dirigés anéantissement qu’ils se rencontrent. Les propagation des ondes de transduction du signal sous-tendent les protubérances cellulaires qui assurent la médiation cell migration10.
Une grande partie de l’information susmentionnée sur la chimiotaxie est venu des études sur l’amibe sociale Dictyostelium discoideum, bien que les mécanismes de réglementation semblables sont appliquent également aux neutrophiles et autres types de cellules de mammifères16 . Dictyostelium est un organisme modèle bien établi qui a une réponse chimiotactique robuste durant le jeûne, quand des milliers de cellules individuelles migrent vers un centre de regroupement, finissent par former une fructification multicellulaire contenant des spores. La chimiotaxie est également essentielle durant la phase de croissance de cellule unique de cet organisme pour localiser les sources de nourriture bactérienne. Ce qui est important, la migration des cellules individuelles de Dictyostelium est remarquablement similaire à la migration des neutrophiles chez les mammifères ou les cellules de cancer métastatique, qui subissent une très rapide de type amiboïdes migration. En fait, les deux la topologie globale des réseaux de régulation, ainsi que de nombreux des voies de transduction de signaux individuels impliqués dans la chimiotaxie sont conservées entre Dictyostelium et leucocytes mammifères17. Par ailleurs, les autres cellules, comme les fibroblastes, utilisent des récepteurs tyrosine kinase (RTK) au lieu de RCPG ; Cependant, RTK peut alimenter des réseaux similaires.
Contrairement à la chimiotaxie, manque de compréhension approfondie des mécanismes de signalisation qui animent les divers autres modes de migration dirigée. De la même façon aux cellules migrant dans un gradient chimiotactique plusieurs études ont rapporté l’activation et/ou la localisation des marqueurs typiques de pointe, y compris la polymérisation de l’actine, PIP3 et/ou kinase de signal-réglée extracellulaire (ERK) 1/2, à la face avant des cellules subissant dirigée migration en réponse à cisaillement des flux ou des changements dans les champs électriques18,19,20,21. Toutefois, dans ces études une exposition continue au stimulus a aussi entraîné la migration cellulaire, laissant ouverte la question si, par exemple, les marqueurs pointe localiser spécifiquement en réponse à un stimulus, ou si elles Localisez simplement à la fine pointe en raison de l’augmentation du nombre des pseudopodes à l’avant d’une cellule de migration.
Nous avons développé des analyses qui nous permettent d’observer la réaction des cellules à des perturbations mécaniques Aigues livrée comme un écoulement cisaillé tant au niveau des populations et des cellules individuelles,22. Semblable à la stimulation globale avec un facteur chimiotactique, stimula aiguëtion avec le flux de cisaillement permet l’étude d’une réponse cellulaire à un stimulus mécanique sans la contribution confondant de motilité ou polarité. Combinant ces tests biochimiques et microscopiques avec des perturbations génétiques ou pharmacologiques nous permet d’apprendre sur des stimuli mécaniques comment sont perçus et transmis. En outre, cette approche fournit également une méthode originale pour puiser dans le système en aval du récepteur facteur chimiotactique en l’absence d’un facteur chimiotactique, isolant ainsi les réseaux signal transduction et l’actine cytosquelette du récepteur/G réseau de protéine.
À l’aide des techniques décrites ci-dessous, nous a récemment démontré que cette contrainte de cisaillement aiguë conduit à l’activation de plusieurs composants du signal chimiotactique transduction et l’actine cytosquelette réseaux22. En appliquant le stimulus mécanique aiguë à Vendranges, nous avons démontré que, de même pour chimioattractants, réponse aux stimuli mécaniques aussi pièces dispose d’un système nerveux, y compris le comportement de tout ou rien de la réponse sous conditions de saturation et la présence d’une période réfractaire. Enfin, en combinant la stimulation mécanique et chimique, nous avons montré que les deux stimuli partagent signal transduction et l’actine cytosquelette réseaux, permettant probablement pour l’intégration de multiples stimuli à la migration cellulaire biais.
Protocol
Representative Results
Discussion
Les méthodes décrites ici offrent un moyen pratique d’évaluer tant la population que les comportement de cellules individuelles en réponse flux de cisaillement. Ce qui est important, alors que des études antérieures analysé localisation de capacitive et inductive des balises de bord pendant la migration, l’approche actuelle permet les effets immédiats en appliquant le flux de cisaillement aiguë. En utilisant cette méthode, nous avons démontré que, en fait, la réponse initiale de cellules aux flux de cisa…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu par les instituts nationaux de la subvention santé R35 GM118177 au PND.
Materials
| Reagents | |||
| Dextrose | Fisher | D16-1 | Use to prepare HL-5 media and SM plates (steps 1.1, 1.2) |
| Proteose peptone | Fisher | DF0120-17-6 | Use to prepare HL-5 media (step 1.1) |
| Yeast extract | Fisher | 50-550-445 | Use to prepare HL-5 media and SM plates (steps 1.1, 1.2) |
| Na2HPO4·7H2O | Fisher | S373-500 | Use to prepare HL-5 media, and 10X Phosphate Buffer (steps 1.1, 1.3) |
| KH2PO4 | Fisher | P386-500 | Use to prepare HL-5 media, SM plates, and 10X Phosphate Buffer (steps 1.1-1.3) |
| Streptomycin (dihydrostreptomycin sulfate) | Fisher | ICN10040525 | Use to prepare HL-5 media (step 1.1) |
| Peptone (Bacto) | Fisher | DF0118-17-0 | Use to prepare SM plates (step 1.2) |
| K2HPO4 | Fisher | P288-100 | Use to prepare SM plates (step 1.2) |
| Agar | Fisher | BP1423-500 | Use to prepare SM plates (step 1.2) |
| MgSO4 | Fisher | M65-500 | Use to prepare DB Buffer (step 1.4) |
| CaCl2 | Fisher | C79-500 | Use to prepare DB Buffer (step 1.4) |
| Caffeine | Fisher | O1728-500 | Use to prepare caffeine (step 1.5) |
| cAMP (EMD Millipore Calbiochem Adenosine 3 ft.,5 ft.-cyclic Monophosphate, Sodium Salt) | Fisher | 11-680-1100MG | Use to prepare cAMP (step 1.6) |
| Folic acid | Sigma | F7876 | Use to prepare folic acid (step 1.7) |
| Tris base | Fisher | BP152-500 | Use to prepare 3X sample buffer (step 1.8) |
| Sodium dodecyl sulfate (SDS) | Fisher | BP166-500 | Use to prepare 3X sample buffer (step 1.8) |
| Glycerol | Fisher | G33-500 | Use to prepare 3X sample buffer (step 1.8) |
| Dithiothreitol (DTT) | Bio-Rad | 1610610 | Use to prepare 3X sample buffer (step 1.8) |
| Bromophenol blue | Bio-Rad | 1610404 | Use to prepare 3X sample buffer (step 1.8) |
| NaF | Fisher | S299-100 | Use to prepare sample buffer with protease and phosphatase inhibitors (step 1.8) |
| Na3VO4 | Fisher | 50-994-911 | Use to prepare sample buffer with protease and phosphatase inhibitors (step 1.8) |
| Sodium pyrophosphate decahydrate | Fisher | S390-500 | Use to prepare sample buffer with protease and phosphatase inhibitors (step 1.8) |
| Complete EDTA-free protease inhibitor cocktail (Roche) | Sigma | 11873580001 | Use to prepare sample buffer with protease and phosphatase inhibitors (step 1.8) |
| Latrunculin A | Enzo Life Sciences | BML-T119-0100 | Use to prepare Latrunculin A (step 1.9) |
| 4-15% Tris-HCl polyacrylamide gel | Bio-Rad | 3450029 | Use for immunoblotting (step 3.3) |
| Polyvinylidene fluoride membrane | Bio-Rad | 1620177 | Use for immunoblotting (step 3.3) |
| Phospho-PKC (pan) (zeta Thr410) (190D10) Rabbit antibody | Cell Signaling | 2060 | Primary antibody for use in immunoblotting (step 3.3) |
| Phospho-p44/42 MAPK (Erk1/2) (Thr202/Tyr204) (D13.14.4E) XP antibody | Cell Signaling | 4370 | Primary antibody for use in immunoblotting (step 3.3) |
| Rabbit IgG HRP Linked Whole Ab (from Donkey) | GE Healthcare | NA934-100UL | Secondary antibody for use in immunoblotting (step 3.3) |
| Enhanced chemiluminescence substrate (Clarity Western ECL Substrate) | Bio-Rad | 1705060 | Use for immunoblotting (step 3.3) |
| Stripping buffer (Restore Plus Western blot stripping buffer) | Pierce | PI46430 | Use for immunoblotting (step 3.3) |
| Coomassie Brilliant Blue | Fisher | PI20278 | Use for immunoblotting (step 3.3) |
| K. aerogenes strain (non-pathogenic) | Dicty Stock Center (dictybase.org) | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials and Equipment | |||
| Orbital shaker (model G-33, or a comparable alternative) | New Brunswick Scientific | Use to grow K. aerogenes (step 2.1.1), and to basalate and stimulate D. discoideum cells (step 3). The radius of gyration for this shaker is 9.5 mm. | |
| 10 cm Petri dish | Fisher | FB0875712 | Use to prepare SM plates (step 1.2) |
| Hemocytometer | Fisher | 02-671-51B | Use to count D. discoideum cells (step 2.1.2) |
| 35 mm dish (Corning Falcon Easy-Grip Tissue Culture Dish) | Fisher | 08-772A | Use to plate D. discoideumcells for mechanical stimulation followed by cell lysis (step 3.1.1) |
| Polystyrene cup (5 mL) | VWR | 13915-985 | Use to stimulate D. discoideum cell suspension with a chemoattractant (step 3.2.2) |
| Fluidic unit with pump (ibidi Pump System) | Ibidi | 10902 | Use to deliver mechanical stimulation to D. discoideum cells in a channel (steps 4.1, 4.2, and 5) |
| Slide with a channel (μ-Slide III 3in1 ibiTreat: #1.5 polymer coverslip, tissue culture treated, sterilized) | Ibidi | 80316 | Use to plate D. discoideum cells for mechanical stimulation delivered by a fluidic device (steps 4.1, 4.2, and 5) |
| 50 mL reservoirs (Ibidi Reservoir Holder for Fluidic Unit) | Ibidi | 10978 | Use to setup the fluidic device for delivering mechanical stimulation to D. discoideum cells in a channel (steps 4.1, 4.2, and 5) |
| Lines for the fluidic unit (Perfusion Set YELLOW-and-GREEN) | Ibidi | 10964 | Use to setup the fluidic device for delivering mechanical stimulation to D. discoideum cells in a channel (steps 4.1, 4.2, and 5). Note: the two lines can also be cut from the 1.6 mm tubing (catalog number 10842). |
| Line for the drain (1.6 mm ID tubing) | Ibidi | 10842 | Use to setup the fluidic device for delivering mechanical stimulation to D. discoideum cells in a channel (steps 4.1, 4.2, and 5). |
| Zeiss Observer.Z1 inverted microscope equipped with a 40X/1.3 oil objective and a 20X/0.3 air objective (or a comparable alternative) | Zeiss | Used to image D. discoideum cells with phase-contrast or fluorescence illumination (steps 4 and 5) | |
| UltraView spinning disk confocal microscope equipped with a 40×/1.25–0.75 oil objective (or a comparable alternative) | Perkin-Elmer | DM 16000 | An alternative used to image D. discoideum cells (step 4.1.4) |
| FemtoJet Microinjector (Eppendorf; model 5247, or a comparable alternative) with Eppendorf InjectMan | Eppendorf | 5252000021D and 5192000027 | Use to deliver mechanical stimulation to D. discoideum cells by a micropipette (step 4.3). Note: catalog number are for the newest version of the equipment (4i). |
| Micropipette (Femtotip; 1 μm outside diameter, 0.5 μm inside diameter ) | Eppendorf | 930000035 | Use to deliver mechanical stimulation to D. discoideum cells by a micropipette (step 4.3) |
| Microloader tips (Eppendorf Femtotips Microloader Tips for Femtojet Microinjector) | Eppendorf | 5242956.003 | Use to fill the micropipette (femtotip) with buffer (step 4.3.1) |
| 1-well chamber (Thermo Scientific Nunc Lab-Tek Chambered Coverglass) | Fisher | 12-565-472 | Use to plate D. discoideum cells for mechanical stimulation delivered by a micropipette (step 4.3.2) |
| 8-well chamber (Thermo Scientific Nunc Lab-Tek II Chambered Coverglass) | Fisher | 12-565-338 | Use to plate D. discoideum cells for mechanical stimulation delivered by bulk buffer addition (step 4.4.1) |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Software | |||
| Image Analysis Software (Fiji) | NIH | https://fiji.sc/ | Use to quantify response to mechanical stimulation (step 4.5) |
| Migration analysis software (Tracking Tool PRO) | Gradientech | http://gradientech.se/tracking-tool-pro/ | Use to quantify cell speed and persistence (step 5.4) |
References
- Swaney, K. F., Huang, C. H., Devreotes, P. N. Eukaryotic chemotaxis: a network of signaling pathways controls motility, directional sensing, and polarity. Annu Rev Biophys. 39, 265-289 (2010).
- Sasaki, A. T., Chun, C., Takeda, K., Firtel, R. A. Localized Ras signaling at the leading edge regulates PI3K, cell polarity, and directional cell movement. J Cell Biol. 167 (3), 505-518 (2004).
- Jeon, T. J., Lee, D. -. J., Merlot, S., Weeks, G., Firtel, R. A. Rap1 controls cell adhesion and cell motility through the regulation of myosin II. J Cell Biol. 176 (7), 1021-1033 (2007).
- Parent, C. A., Blacklock, B. J., Froehlich, W. M., Murphy, D. B., Devreotes, P. N. G Protein Signaling Events Are Activated at the Leading Edge of Chemotactic Cells. Cell. 95 (1), 81-91 (1998).
- Funamoto, S., Meili, R., Lee, S., Parry, L., Firtel, R. A. Spatial and Temporal Regulation of 3-Phosphoinositides by PI 3-Kinase and PTEN Mediates Chemotaxis. Cell. 109 (5), 611-623 (2002).
- Iijima, M., Devreotes, P. Tumor Suppressor PTEN Mediates Sensing of Chemoattractant Gradients. Cell. 109 (5), 599-610 (2002).
- Lim, C. J., Spiegelman, G. B., Weeks, G. RasC is required for optimal activation of adenylyl cyclase and Akt/PKB during aggregation. EMBO J. 20 (16), 4490-4499 (2001).
- Kamimura, Y., et al. PIP3-Independent Activation of TorC2 and PKB at the Cell’s Leading Edge Mediates Chemotaxis. Curr Biol. 18 (14), 1034-1043 (2008).
- Kortholt, A., King, J. S., Keizer-Gunnink, I., Harwood, A. J., Van Haastert, P. J. M. Phospholipase C Regulation of Phosphatidylinositol 3,4,5-trisphosphate-mediated Chemotaxis. Molecular Biology of the Cell. 18 (12), 4772-4779 (2007).
- Huang, C. H., Tang, M., Shi, C., Iglesias, P. A., Devreotes, P. N. An excitable signal integrator couples to an idling cytoskeletal oscillator to drive cell migration. Nat Cell Biol. 15 (11), 1307-1316 (2013).
- Nishikawa, M., Hörning, M., Ueda, M., Shibata, T. Excitable Signal Transduction Induces Both Spontaneous and Directional Cell Asymmetries in the Phosphatidylinositol Lipid Signaling System for Eukaryotic Chemotaxis. Biophys J. 106 (3), 723-734 (2014).
- Gerisch, G., et al. Mobile Actin Clusters and Traveling Waves in Cells Recovering from Actin Depolymerization. Biophys J. 87 (5), 3493-3503 (2004).
- Gerisch, G., Ecke, M., Wischnewski, D., Schroth-Diez, B. Different modes of state transitions determine pattern in the Phosphatidylinositide-Actin system. BMC Cell Biol. 12 (1), 42 (2011).
- Bretschneider, T., et al. The Three-Dimensional Dynamics of Actin Waves, a Model of Cytoskeletal Self-Organization. Biophys J. 96 (7), 2888-2900 (2009).
- Weiner, O. D., Marganski, W. A., Wu, L. F., Altschuler, S. J., Kirschner, M. W. An Actin-Based Wave Generator Organizes Cell Motility. PLOS Biol. 5 (9), e221 (2007).
- Devreotes, P., Horwitz, A. R. Signaling Networks that Regulate Cell Migration. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (8), (2015).
- Artemenko, Y., Lampert, T. J., Devreotes, P. N. Moving towards a paradigm: common mechanisms of chemotactic signaling in Dictyostelium and mammalian leukocytes. Cell Mol Life Sci. 71 (19), 3711-3747 (2014).
- Dalous, J., et al. Reversal of cell polarity and actin-myosin cytoskeleton reorganization under mechanical and chemical stimulation. Biophys J. 94 (3), 1063-1074 (2008).
- Sato, M. J., et al. Switching direction in electric-signal-induced cell migration by cyclic guanosine monophosphate and phosphatidylinositol signaling. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (16), 6667-6672 (2009).
- Zhao, M., Pu, J., Forrester, J. V., McCaig, C. D. Membrane lipids, EGF receptors, and intracellular signals colocalize and are polarized in epithelial cells moving directionally in a physiological electric field. Faseb j. 16 (8), 857-859 (2002).
- Decave, E., et al. Shear flow-induced motility of Dictyostelium discoideum cells on solid substrate. J Cell Sci. 116 (Pt 21), 4331-4343 (2003).
- Artemenko, Y., Axiotakis, L., Borleis, J., Iglesias, P. A., Devreotes, P. N. Chemical and mechanical stimuli act on common signal transduction and cytoskeletal networks. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (47), E7500-E7509 (2016).
- Artemenko, Y., Swaney, K. F., Devreotes, P. N. Assessment of development and chemotaxis in Dictyostelium discoideum mutants. Methods Mol Biol. 769, 287-309 (2011).
- Gaudet, P., Pilcher, K. E., Fey, P., Chisholm, R. L. Transformation of Dictyostelium discoideum with plasmid DNA. Nat. Protocols. 2 (6), 1317-1324 (2007).
- Veltman, D. M., Lemieux, M. G., Knecht, D. A., Insall, R. H. PIP3-dependent macropinocytosis is incompatible with chemotaxis. J Cell Biol. 204 (4), 497-505 (2014).
- Cai, H., Huang, C. H., Devreotes, P. N., Iijima, M. Analysis of chemotaxis in Dictyostelium. Methods Mol Biol. 757, 451-468 (2012).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Meth. 9 (7), 676-682 (2012).
- Brenner, M., Thoms, S. D. Caffeine blocks activation of cyclic AMP synthesis in Dictyostelium discoideum. Dev Biol. 101 (1), 136-146 (1984).
- Bretschneider, T., et al. Dynamic Actin Patterns and Arp2/3 Assembly at the Substrate-Attached Surface of Motile Cells. Curr Biol. 14 (1), 1-10 (2004).
- Swaney, K. F., Borleis, J., Iglesias, P. A., Devreotes, P. N. Novel protein Callipygian defines the back of migrating cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (29), E3845-E3854 (2015).
- Meili, R., Ellsworth, C., Firtel, R. A. A novel Akt/PKB-related kinase is essential for morphogenesis in Dictyostelium. Curr Biol. 10 (12), 708-717 (2000).
- Westendorf, C., et al. Actin cytoskeleton of chemotactic amoebae operates close to the onset of oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (10), 3853-3858 (2013).
