Summary

Bewertung von Stammzelltherapien in einem bilateralen Patellasehne Verletzungen Modell bei Ratten

Published: March 30, 2018
doi:

Summary

Dieses Papier beschreibt die Vorbereitung und Auswertung der Nabelschnur Matrix-mesenchymale Stammzellen Sphäroide mit einem bilateralen Patellasehne defekt-Modell in eine Ratte. Dieses Modell wurde wurde mit einer akzeptablen Morbidität verbunden festgestellt, dass die Unterschiede zwischen unbehandelten und behandelten sehnen erkennen und zwischen den beiden Behandlungen getestet.

Abstract

Regenerativer Medizin bietet neuartige Alternativen zu Bedingungen, die traditionelle Behandlungen herausfordern. Die Prävalenz und die Morbidität der Sehnenerkrankung Arten, kombiniert mit den begrenzten heilenden Eigenschaften dieses Gewebes, aufgefordert, die Suche nach Zelltherapien und trieb die Entwicklung der experimentellen Modellen, deren Wirksamkeit zu studieren. Nabelschnur Matrix mesenchymaler Stammzellen (UCM-MSC) sind ansprechende Kandidaten, weil sie sind reichlich vorhanden, leicht zu sammeln, zu umgehen, die ethische Bedenken und das Risiko von Teratom Bildung noch primitiven embryonalen Stammzellen mehr ähneln als Erwachsenen Gewebe abgeleitet MSCs. signifikante Interesse konzentriert sich auf Chitosan als Strategie, um die Eigenschaften des MSCs durch Sphäroid Bildung zu verbessern. Dieses Papier Details Techniken UCM-MSCs isolieren Sphäroide auf Chitosan Film vorzubereiten und analysieren die Wirkung der Sphäroid Bildung auf Surface Marker Ausdruck. Erstellung eines bilateralen Patellasehne Verletzungen Modells bei Ratten wird folglich für in Vivo Implantation der UCM-MSC Sphäroide auf Chitosan Film gebildet beschrieben. Ohne Komplikationen beobachtet wurde in der Studie in Bezug auf Morbidität, steigenden Effekte oder Gewebe Infektion zu betonen. Funktionale Gesamtpunktzahl der betriebenen Ratten nach 7 Tagen war niedriger als die von normalen Ratten, aber innerhalb von 28 Tagen nach der Operation zur Normalität zurückgekehrt. Histologischen Resultate von Heilung des Gewebes bestätigte das Vorhandensein eines Gerinnsels in behandelten Mängel 7 Tage ausgewertet aufgrund fehlender Fremdkörperreaktion und mit 28 Tagen Heilung voran. Dieses bilaterale Patella Sehne defekt Modell war steuert interindividuelle Variation durch Erstellung einer internen Kontrolle in jede Ratte mit akzeptablen Morbidität verbunden und erlaubt die Erkennung von Unterschieden zwischen unbehandelten Sehnen und Behandlungen.

Introduction

Sehnenverletzung ist eines der häufigsten Ursachen für erhebliche Schmerzen und Muskel-Atrophie Arten1. In der Veterinärmedizin sind Sehnen und Bänder Verletzungen von besonderem Interesse bei Pferden, wie 82 % aller Verletzungen im Rennpferde des Muskel-Skelett-Systems einbeziehen, und 46 % der Befragten Einfluss auf Sehnen und Bänder2,3. Bildung von Narbengewebe beeinflusst die biomechanischen Eigenschaften des geheilten Sehnen und erklärt die bewachte Prognose für Rückkehr zur sportlichen Nutzung nach Flexor Sehnenverletzungen; Re-Verletzung tritt innerhalb von 2 Jahren in bis zu 67 % der Pferde4konservativ behandelt. Regenerativer Medizin bietet neuartige Alternativen zu eine Bedingung, die traditionelle Behandlungen herausfordert. Autologe Stammzell-Therapie hat einige ermutigende Ergebnisse5,6 aber ist begrenzt durch die Morbidität verbunden mit Gewebe Sammlung, verzögerte Verwaltung aufgrund der Verarbeitung/Neuprogrammierung der Zellen und der Einfluss von der Gesundheitszustand des Patienten (z.B. Alter) auf die Eigenschaften der Stammzellen Zellen7,8. Diese Einschränkungen bieten eine Begründung für die Untersuchung von allogenen Stammzellen als handelsübliche Alternative. Fetale Adnexe-abgeleitete Zellen sind ansprechende Kandidaten, weil sie die ethische Bedenken und das Risiko von Teratom Bildung verbunden mit embryonalen Stammzellen umgehen. Gehört der fetalen Adnexe Nabelschnur Matrix (UCM), auch benannt Wharton Gelee, reichlich vorhanden und leicht zu sammeln.

Unabhängig von der Zelle Quelle unbedingt verbessern Stemness eine Zellbank für allogene regenerative Medizin zu etablieren. In funktioneller Hinsicht kann Stemness definiert werden als das Potenzial für die Differenzierung der Selbsterneuerung und Multi-Linie9. Nachweis der Stemness stützt sich auf die Proliferation und Differenzierung Assays, zusammen mit Ausdruck des Gens Marker Oct4, Sox2, und Nanog9. Eine Strategie zur Verbesserung der Stemness beruht auf der Verwendung von Biomaterialien als nichtig Füllstoffe und Verbesserung der Proliferation und Differenzierung der UCM-MSCs Träger dienen. Dieser Ansatz verhindert Bedenken in Bezug auf Manipulation der transcriptional Faktoren Reife Zellen in induzierte pluripotente Zellen umzuprogrammieren. Unter Biomaterialien als mögliche Träger Stammzellen zu gewinnen ist Chitosan attraktiv für seine Biokompatibilität und Abbaubarkeit10. Diese natürlichen Aminopolysaccharide bildet alkalischen Deacetylation von Chitin, das zweithäufigste natürliches Polysaccharid in erster Linie als eine Subproduct der Schalentiere10erhalten. Wir haben zuvor untersucht Wechselwirkungen zwischen MSCs und Chitosan Gerüste und beobachtet die Bildung von Sphäroide11,12,13,14,15, 16. berichteten wir auch über die Überlegenheit des werden auf Chitosan Matrizen12,13,14,15,16,17, 18. In jüngerer Zeit, zwei unabhängige Studien beschrieben Sphäroide Bildung von Fettgewebe und Plazenta-Gewebe abgeleitet MSCs auf einem Chitosan Film19,20kultiviert. Diese Formation der Sphäroide nicht nur verbesserte Stemness, sondern verbessert auch die Aufbewahrung von Stammzellen nach in-Vivo Implantation20.

Die Prävalenz und die Morbidität der Sehnenerkrankung Arten haben die Entwicklung der experimentellen Modellen zu studieren die Pathophysiologie der Sehnenpathologien und testen neue Therapien wie Stammzellinjektionen aufgefordert. Bei Pferden ist Kollagenase-induzierten Sehnenentzündungen ein gemeinsames Modell mit MSCs in Sehne Reparatur21Wirksamkeit zu demonstrieren. Die Relevanz dieses Ansatzes ist begrenzt, da Injektionen akute entzündliche Veränderungen verursachen, während klinischen Sehnenpathologien führen in der Regel aus chronische Überforderung22,23. Darüber hinaus chemische Induktion der Sehne Krankheit induziert eine heilende Reaktion und repliziert nicht beeinträchtigten Heilungsprozess im klinischen Fällen22,23. Exzision eines Segments der oberflächlichen Beugesehne Sehne wurde als chirurgische Modell von Tendinitis bei Pferden24beschrieben. In jüngerer Zeit, war ein minimal-invasive Ansatz verwendet, um die traumatischen Schäden an den zentralen Kern der oberflächlichen Beugesehne Sehne25einzuschränken. Chirurgische Modelle simuliert nicht die Müdigkeit-Mechanismus, der zu natürlichen Sehne Krankheit führen, und neigen dazu, Reproduzierbarkeit in das Ausmaß des Schadens25erstellt. Unabhängig von dem Modell, die Morbidität und Kosten im Zusammenhang mit equine Modelle der Sehne sind Krankheiten zusätzliche Einschränkungen, die ein Interesse an Nager-Modelle als ein erster Schritt für in Vivo Evaluation neuartiger Therapien zu rechtfertigen.

Einer der Hauptvorteile der experimentellen Modellen bei Nagetieren besteht aus die Kosten und die Fähigkeit, interindividuelle Variabilität zu kontrollieren. Nagetiere können in Bezug auf verschiedene physiologische Faktoren aufgrund ihrer rasanten Wachstumsraten standardisiert werden und relativ kurzen Lebensspanne und Abweichungen zu begrenzen und somit Verringerung der Zahl der Tiere erforderlich, Unterschiede zu erkennen. Strategien zur Sehne Krankheiten bei Nagetieren induzieren haben chemische Induktion, sondern auch über chirurgische Einrichtung teilweise Sehne Defekte21verlassen. Chirurgische Modelle können natürliche Sehnenpathologien besser als chemische Modelle simulieren, sondern zu höheren Morbidität und Totalausfall der beschädigten Sehne führen können. In dieser Hinsicht scheinen Ratten bessere Kandidaten als Mäuse für diese Modelle, da ihre Größe größere Defekte, wodurch Bewertung der Heilung des Gewebes ermöglicht. Sprague-Dawley Ratten wurden in experimentellen Studien der Sehnenpathologien in vier großen Sehne Gruppen verwendet: Rotatorenmanschette, Flexor, Achilles und Patella sehnen26. Unter diesen sind die Modelle mit der Patellasehne aufgrund der Größe dieser Sehne und die Leichtigkeit des Zugriffs auf es27besonders reizvoll. Die Patellasehne misst die Quadrizeps tibiale Tuber. Innerhalb dieser Beinstrecker-Mechanismus ist die Patella eine sesamoid Knochen, der leitet der Aktion des Quadrizeps und umreißt das proximale Ausmaß der Patellasehne. Das Vorhandensein von knöchernen Ankern an den proximalen und distalen Ausdehnungen der der Patellasehne erleichtert biomechanische Tests. Modelle mit der Patellasehne in der Regel verlassen sich auf einseitige operative Mängel mit einer kontralateralen intakte Sehne dient als ein Steuerelement28,29. Die häufigsten Patellasehne defekt-Modell umfasst den zentralen Teil der Patellasehne von der distalen Spitze der Patella, die Einfügung der tibiale Tuber (1 mm in der Breite) besteuert, während der kontralateralen Patellasehne intakt bleibt. Maßnahmen der Ergebnisse enthalten Histologie, zerstörungsfreie biomechanische Tests oder biomechanische Tests zu scheitern, Ultraschall-Bildgebung, ex Vivo Fluoreszenz-Bildgebung, grobe Beobachtung und Funktionstests28,30 ,31. Einseitige Modelle erlauben keine Vergleich einer vorgeschlagenen Behandlung mit konservativen Management einer ähnlichen Verletzung innerhalb der selben Tier. Vergleich zwischen mehreren Behandlungen erfordert ebenso eigene Tiere. Eine bilaterale Modell würde interindividuelle Unterschiede beseitigen und reduzieren Sie die Anzahl der Tiere, die für eine Studie32erforderlich. Jedoch bilaterale Verletzungen können Morbidität erhöhen und bilaterale Lahmheit Behandlung Bewertung behindern könnte. Einige Studien berichten kurz die Verwendung von bilateralen Patellasehne Mängel in Ratten sondern konzentrieren sich auf die Auswirkungen der Behandlungen statt Peri-operativen Management und Morbidität der das Modell33,34.

Langfristiges Ziel dieser Studie ist zur Entwicklung einer Strategie zur Verbesserung der Stemness und in Vivo Überleben der UCM-MSCs bestimmt zur allogenen Transplantation. Um dieses Ziel zu erreichen, haben wir vor kurzem verbesserten Stemness der UCM-MSCs durch Bildung der Sphäroide auf Chitosan Film- und Inkubation unter hypoxischen Umwelt35berichtet. Diese in-vitro- Eigenschaften waren verbunden mit verbesserten biomechanischen Eigenschaften der Patellasehne Mängel behandelt mit konditionierten UCM-MSCs. basierend auf diesen Ergebnissen, die bilateralen Patellasehne defekt Rattenmodell scheint geeignet, um Kandidaten zu testen Behandlungen für Sehne Verletzungen36. Der Zweck der Studie berichtet hier ist die ausführliche Protokolle für Isolierung und Charakterisierung von UCM-MSCs, Vorbereitung eines biologischen Liefersysteme für Stammzellen, Entstehung und Behandlung von bilateralen Patella Sehne Defekte und Post-operative Erholung und Bewertung der Gewebe, die Heilung innerhalb der Mängel.

Protocol

Alle hier beschriebene Methoden wurden von den institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) der Western University of Health Sciences genehmigt. 1. Isolierung und Ausbau der MSCs von Equine Nabelschnur Matrix Erhalten Sie die Plazenta von einem Erwachsenen Mare (schwanger), nach dem Abfohlen beobachtet und aseptisch isolieren Sie die Nabelschnur aus der Plazenta. Halten Sie die Nabelschnur in Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) mit 1 % Penicillin-Streptomycin (P/S…

Representative Results

In der aktuellen Studie werden Ergebnisse präsentiert, da ± SD (Standardabweichung) bedeuten. Zellen wurden isoliert von der Nabelschnur 6 Stuten und Prozentsatz der isolierten Zelllinien mit dem Ausdruck jeder Zelle Oberfläche Marker unter Standard- oder Chitosan Klimaanlage verglichen mit Friedman-Test als eine nicht-parametrische Varianzanalyse mit wiederholt Maßnahmen. Für die Sehne defekt Modellerstellung 8 Ratten dienten für 7 Tage nach der Operation Bewertung und 12 Ratten wu…

Discussion

Equine Zellen wurden für dieses Projekt ausgewählt, weil wir wollen schließlich Kandidat Ansätze bei der Verwaltung der natürlichen Sehnenpathologien bei Pferden zu testen. In der Tat sind Sehnenverletzungen bei Pferden wegen der biologischen Ähnlichkeit zwischen dem equine oberflächlichen Beugesehne und Achillessehne Menschen41ansprechend als natürlichen Vorbildern der Sehnenerkrankung im Menschen. Die Zelle Oberflächenmarker CD44, CD90, CD105, CD34 und MHC-II wurden für die Immunphäno…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren möchten Dr. Su, PhD, für ihre statistische Analyse der Daten zu bestätigen. Die Autoren danken auch Dr. McClure, DVM, PhD DACLAM, für ihre Beratung auf die Anästhesie und Schmerz-Management-Protokolle in der Studie verwendet. Dieses Projekt wurde unterstützt durch Zuschüsse aus dem Western University of Health Sciences Amt des Vizepräsidenten für Forschung (12678v) und USDA Abschnitt 1433 Mittel (2090).

Materials

PBS 10X Hyclone SH30258.01 Consumable
Collagenase type IA Worthington LS004197 Consumable
DMEM low glucose Hyclone SH30021.FS Consumable
Fetal Bovine Serum Hyclone SH30910.03 Consumable
Penicillin/Streptomycin 100X Hyclone SV30010 Consumable
Trypsin 0.25% Hyclone SH30042.01 Consumable
Accutase Innovative Cell Technologies AT104 Consumable
Trypan blue Hyclone SV30084.01 Consumable
Dimethyl Sulfoxide Sigma D2650 Consumable
Chitosan Sigma C3646 Consumable
Sodium Hydroxide Sigma S8045 Consumable
Bovine Serum Albumin Hyclone SH30574.01 Consumable
Round bottom polystyrene tube Corning 149591A Consumable
Mouse anti-horse CD44 (FITC) AbD serotec MCA1082F Consumable
Mouse anti-rat CD90 (FITC) AbD serotec MCA47FT Consumable
Mouse anti-horse MHC-II (FITC) AbD serotec MCA1085F Consumable
Mouse IgG1 (FITC) – Isotype Control AbD serotec MCA928F Consumable
Mouse monoclonal [SN6] to CD105 (FITC) abcam ab11415 Consumable
Mouse IgG1 (FITC) – Isotype Control abcam ab91356 Consumable
Mouse anti-human CD34 (FITC) BD BDB560942 Consumable
Mouse IdG1 kappa (FITC) BD BDB555748 Consumable
7-AAD BD BDB559925 Consumable
BD Accuri C6 Flow Cytometer BD Equipment
Vacutainer 5ml Med Vet International RED5.0 Consumable
Acid-citrate-dextrose Sigma C3821 Consumable
Calcium Chloride Sigma C5670 Consumable
Sevoflurane JD Medical 60307-320-25 Consumable
Rats Charles River Strain code: 400 Experimental animal
Rat surgical kit Harvard apparatus 728942 Equipment
Surgical Blade #15 MEDLINE MDS15115 Consumable
Rat MD's Baytril (2 mg/Tablet),
Rimadyl (2 mg/Tablet)
Bio Serv F06801 Consumable
Polyglactin 910, 5-0 Ethicon J436G Consumable
Eosin alchol shandon Thermo scientific 6766007 Consumable
Harris Hematoxylin Thermo scientific 143907 Consumable

References

  1. Rossdale, P. D., Hopes, R., Digby, N. J., offord, K. Epidemiological study of wastage among racehorses 1982 and 1983. Vet Rec. 116 (3), 66-69 (1982).
  2. Black, D. A., Tucci, M., Puckett, A., Lawyer, T., Benghuzzi, H. Strength of a new method of achilles tendon repair in the rat – biomed 2011. Biomed Sci Instrum. 47, 112-117 (2011).
  3. Lake, S. P., Ansorge, H. L., Soslowsky, L. J. Animal models of tendinopathy. Disabil Rehabil. 30 (20-22), 1530-1541 (2008).
  4. Frank, C. B. Ligament structure, physiology and function. J Musculoskelet Neuronal Interact. 4 (2), 199-201 (2004).
  5. Godwin, E. E., Young, N. J., Dudhia, J., Beamish, I. C., Smith, R. K. Implantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Equine Vet J. 44 (1), 25-32 (2012).
  6. Smith, R. K., et al. Beneficial effects of autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells in naturally occurring tendinopathy. PLoS One. 8 (9), e75697 (2013).
  7. Fossett, E., Khan, W. S., Longo, U. G., Smitham, P. J. Effect of age and gender on cell proliferation and cell surface characterization of synovial fat pad derived mesenchymal stem cells. J Orthop Res. 30 (7), 1013-1018 (2012).
  8. Zaim, M., Karaman, S., Cetin, G., Isik, S. Donor age and long-term culture affect differentiation and proliferation of human bone marrow mesenchymal stem cells. Ann Hematol. 91 (8), 1175-1186 (2012).
  9. Leychkis, Y., Munzer, S. R., Richardson, J. L. What is stemness?. Stud Hist Philos Biol Biomed Sci. 40 (4), 312-320 (2009).
  10. VandeVord, P. J., et al. Evaluation of the biocompatibility of a chitosan scaffold in mice. J Biomed Mater Res. 59 (3), 585-590 (2002).
  11. Griffon, D. J., Abulencia, J. P., Ragetly, G. R., Fredericks, L. P., Chaieb, S. A comparative study of seeding techniques and three-dimensional matrices for mesenchymal cell attachment. J Tissue Eng Regen Med. 5 (3), 169-179 (2011).
  12. Schwartz, Z., Griffon, D. J., Fredericks, L. P., Lee, H. B., Weng, H. Y. Hyaluronic acid and chondrogenesis of murine bone marrow mesenchymal stem cells in chitosan sponges. Am J Vet Res. 72 (1), 42-50 (2011).
  13. Ragetly, G., Griffon, D. J., Chung, Y. S. The effect of type II collagen coating of chitosan fibrous scaffolds on mesenchymal stem cell adhesion and chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (10), 3988-3997 (2010).
  14. Ragetly, G. R., Griffon, D. J., Lee, H. B., Chung, Y. S. Effect of collagen II coating on mesenchymal stem cell adhesion on chitosan and on reacetylated chitosan fibrous scaffolds. J Mater Sci Mater Med. 21 (8), 2479-2490 (2010).
  15. Ragetly, G. R., et al. Effect of chitosan scaffold microstructure on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (4), 1430-1436 (2010).
  16. Ragetly, G. R., Slavik, G. J., Cunningham, B. T., Schaeffer, D. J., Griffon, D. J. Cartilage tissue engineering on fibrous chitosan scaffolds produced by a replica molding technique. J Biomed Mater Res A. 93 (1), 46-55 (2010).
  17. Slavik, G. J., Ragetly, G., Ganesh, N., Griffon, D. J., Cunningham, B. T. A replica molding technique for producing fibrous chitosan scaffolds for cartilage engineering. Journal of Materials Chemistry. 17 (38), 4095-4101 (2007).
  18. Griffon, D. J., Sedighi, M. R., Schaeffer, D. V., Eurell, J. A., Johnson, A. L. Chitosan scaffolds: interconnective pore size and cartilage engineering. Acta Biomater. 2 (3), 313-320 (2006).
  19. Huang, G. S., Dai, L. G., Yen, B. L., Hsu, S. H. Spheroid formation of mesenchymal stem cells on chitosan and chitosan-hyaluronan membranes. Biomaterials. 32 (29), 6929-6945 (2011).
  20. Cheng, N. C., Wang, S., Young, T. H. The influence of spheroid formation of human adipose-derived stem cells on chitosan films on stemness and differentiation capabilities. Biomaterials. 33 (6), 1748-1758 (2012).
  21. Webster, R. A., Blaber, S. P., Herbert, B. R., Wilkins, M. R., Vesey, G. The role of mesenchymal stem cells in veterinary therapeutics – a review. N Z Vet J. 60 (5), 265-272 (2012).
  22. Khan, M. H., Li, Z., Wang, J. H. Repeated exposure of tendon to prostaglandin-E2 leads to localized tendon degeneration. Clin J Sport Med. 15 (1), 27-33 (2005).
  23. Sullo, A., Maffulli, N., Capasso, G., Testa, V. The effects of prolonged peritendinous administration of PGE1 to the rat Achilles tendon: a possible animal model of chronic Achilles tendinopathy. J Orthop Sci. 6 (4), 349-357 (2001).
  24. van Schie, H. T., et al. Monitoring of the repair process of surgically created lesions in equine superficial digital flexor tendons by use of computerized ultrasonography. Am J Vet Res. 70 (1), 37-48 (2009).
  25. Schramme, M., Kerekes, Z., Hunter, S., Labens, R. Mr imaging features of surgically induced core lesions in the equine superficial digital flexor tendon. Vet Radiol Ultrasound. 51 (3), 280-287 (2010).
  26. Hast, M. W., Zuskov, A., Soslowsky, L. J. The role of animal models in tendon research. Bone Joint Res. 3 (6), 193-202 (2014).
  27. Warden, S. J. Animal models for the study of tendinopathy. Br J Sports Med. 41 (4), 232-240 (2007).
  28. Murrell, G. A., et al. Achilles tendon injuries: a comparison of surgical repair versus no repair in a rat model. Foot Ankle. 14 (7), 400-406 (1993).
  29. Ozer, H., et al. Effect of glucosamine chondroitine sulphate on repaired tenotomized rat Achilles tendons. Eklem Hastalik Cerrahisi. 22 (2), 100-106 (2011).
  30. Chan, B. P., Fu, S. C., Qin, L., Rolf, C., Chan, K. M. Pyridinoline in relation to ultimate stress of the patellar tendon during healing: an animal study. J Orthop Res. 16 (5), 597-603 (1998).
  31. Ni, M., et al. Tendon-derived stem cells (TDSCs) promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. J Orthop Res. 30 (4), 613-619 (2012).
  32. Orth, P., Zurakowski, D., Alini, M., Cucchiarini, M., Madry, H. Reduction of sample size requirements by bilateral versus unilateral research designs in animal models for cartilage tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods. 19 (11), 885-891 (2013).
  33. Kajikawa, Y., et al. Platelet-rich plasma enhances the initial mobilization of circulation-derived cells for tendon healing. J Cell Physiol. 215 (3), 837-845 (2008).
  34. Xu, W., et al. Human iPSC-derived neural crest stem cells promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. Tissue Eng Part A. 19 (21-22), 2439-2451 (2013).
  35. Taguchi, T., et al. Influence of hypoxia on the stemness of umbilical cord matrix-derived mesenchymal stem cells cultured on chitosan films. J Biomed Mat Res B: Appl Biomat. , (2017).
  36. Griffon, D. J., et al. Effects of Hypoxia and Chitosan on Equine Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells Int. , 2987140 (2016).
  37. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. Eur J Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  38. Sotocinal, S. G., et al. The Rat Grimace Scale: a partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55 (2011).
  39. Rosenbaum, A. J., et al. Histologic stages of healing correlate with restoration of tensile strength in a model of experimental tendon repair. HSS J. 6 (2), 164-170 (2010).
  40. Vidal, M. A., Walker, N. J., Napoli, E., Borjesson, D. L. Evaluation of senescence in mesenchymal stem cells isolated from equine bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord tissue. Stem cells and development. 21 (2), 273-283 (2011).
  41. Patterson-Kane, J., Becker, D., Rich, T. The pathogenesis of tendon microdamage in athletes: the horse as a natural model for basic cellular research. J Compar Pathol. 147 (2), 227-247 (2012).
  42. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  43. Bartosh, T. J., et al. Aggregation of human mesenchymal stromal cells (MSCs) into 3D spheroids enhances their antiinflammatory properties. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (31), 13724-13729 (2010).
  44. Zhang, K., Yan, S., Li, G., Cui, L., Yin, J. In-situ birth of MSCs multicellular spheroids in poly(L-glutamic acid)/chitosan scaffold for hyaline-like cartilage regeneration. Biomaterials. 71, 24-34 (2015).
  45. Montanez-Sauri, S. I., Beebe, D. J., Sung, K. E. Microscale screening systems for 3D cellular microenvironments: platforms, advances, and challenges. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 72 (2), 237-249 (2015).
  46. Butler, D. L., et al. The use of mesenchymal stem cells in collagen-based scaffolds for tissue-engineered repair of tendons. Nat Protoc. 5 (5), 849-863 (2010).
  47. Brennan, M. P., Sinusas, A. J., Horvath, T. L., Collins, J. G., Harding, M. J. Correlation between body weight changes and postoperative pain in rats treated with meloxicam or buprenorphine. Lab Anim (NY). 38 (3), 87-93 (2009).
  48. Ramon-Cueto, A., Cordero, M. I., Santos-Benito, F. F., Avila, J. Functional recovery of paraplegic rats and motor axon regeneration in their spinal cords by olfactory ensheathing glia. Neuron. 25 (2), 425-435 (2000).
  49. Arculus, S. L. Use of meloxicam as an analgesic in canine orthopaedic surgery. Vet Rec. 155 (24), 784 (2004).
  50. Bervar, M. Video analysis of standing–an alternative footprint analysis to assess functional loss following injury to the rat sciatic nerve. J Neurosci Methods. 102 (2), 109-116 (2000).
  51. Perry, S. M., Getz, C. L., Soslowsky, L. J. Alterations in function after rotator cuff tears in an animal model. J Shoulder Elbow Surg. 18 (2), 296-304 (2009).
  52. Stoll, C., et al. Healing parameters in a rabbit partial tendon defect following tenocyte/biomaterial implantation. Biomaterials. 32 (21), 4806-4815 (2011).
  53. Hankemeier, S., et al. Bone marrow stromal cells in a liquid fibrin matrix improve the healing process of patellar tendon window defects. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1019-1030 (2009).
  54. Silver, I. A., et al. A clinical and experimental study of tendon injury, healing and treatment in the horse. Equine Vet J Suppl. (1), 1-43 (1983).
  55. Enwemeka, C. S. Inflammation, cellularity, and fibrillogenesis in regenerating tendon: implications for tendon rehabilitation. Phys Ther. 69 (10), 816-825 (1989).
  56. Goldin, B., Block, W. D., Pearson, J. R. Wound healing of tendon–I. Physical, mechanical and metabolic changes. J Biomech. 13 (3), 241-256 (1980).
  57. Lyras, D. N., et al. The effect of platelet-rich plasma gel in the early phase of patellar tendon healing. Arch Orthop Trauma Surg. 129 (11), 1577-1582 (2009).
  58. Oshiro, W., Lou, J., Xing, X., Tu, Y., Manske, P. R. Flexor tendon healing in the rat: a histologic and gene expression study. J Hand Surg Am. 28 (5), 814-823 (2003).
  59. Visser, L. C., Arnoczky, S. P., Caballero, O., Gardner, K. L. Evaluation of the use of an autologous platelet-rich fibrin membrane to enhance tendon healing in dogs. Am J Vet Res. 72 (5), 699-705 (2011).
check_url/fr/56810?article_type=t

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Citer Cet Article
Wagner, J. R., Taguchi, T., Cho, J. Y., Charavaryamath, C., Griffon, D. J. Evaluation of Stem Cell Therapies in a Bilateral Patellar Tendon Injury Model in Rats. J. Vis. Exp. (133), e56810, doi:10.3791/56810 (2018).

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