Summary

Phthalic Acid Ester-liaison ADN aptamère sélection, caractérisation et Application d’un Aptasensor électrochimique

Published: March 21, 2018
doi:

Summary

Un protocole de sélection de in vitro et la caractérisation de l’acide phtalique spécifique au groupe ester-liaison ADN aptamères est présenté. L’application de l’aptamère sélectionné dans un aptasensor électrochimique est également incluse.

Abstract

Phthalic acid esters (PAEs) areone des grands groupes de polluants organiques persistants. La détection de groupes spécifiques de PAEs est hautement souhaitée en raison de la croissance rapide des congénères. Aptamères ADN ont été appliquées de plus en plus en tant qu’éléments de reconnaissance sur les plates-formes de biocapteur, mais en sélectionnant aptamères pour atteindre les cibles hautement hydrophobes de petites molécules, telles que PAEs, sont rarement rapporté. Cet ouvrage décrit une méthode axée sur le talon conçue pour sélectionner les aptamères ADN spécifiques à un groupe de PAEs. Le groupement aminé fonctionnalisé phtalate de dibutyle (DBP-NH2) comme la cible de l’ancre a été synthétisée et immobilisée sur les perles de l’agarose époxy-activé, permettant d’afficher le groupe ester phtalique à la surface de la matrice de l’immobilisation, et par conséquent, le choix des liants spécifiques à un groupe. Nous avons déterminé les constantes de dissociation des candidats aptamère par réaction en chaîne de polymérisation quantitative couplée avec séparation magnétique. Les affinités relatives et la sélectivité des aptamères à autres PAEs ont été déterminées par les essais concurrentiels, où les candidats aptamère ont été préalablement délimitées à la DBP-NH2 attaché billes magnétiques et rejetés dans le surnageant après incubation avec la PAEs testée ou autres substances interférentes potentiels. L’analyse concurrentielle a été appliquée parce qu’il a fourni une comparaison facile affinité entre PAEs qui n’avait aucun groupes fonctionnels pour l’immobilisation de la surface. Enfin, nous avons démontré la fabrication d’un aptasensor électrochimique et utilisé pour détection ultrasensible et sélective de phtalate de 2-éthylhexyle. Ce protocole prévoit des idées pour la découverte d’aptamère d’autres petites molécules hydrophobes.

Introduction

Ainsi que le développement économique rapide, accélération de l’industrialisation et la construction urbaine, pollution de l’environnement est plus sévère que jamais. Les polluants environnementaux typiques comprennent les ions de métaux lourds, toxines, antibiotiques, pesticides, perturbateurs endocriniens et les polluants organiques persistants (POP). En plus des ions métalliques et des toxines, autres polluants sont de petites molécules qui sont souvent constituées d’une variété de congénères. Par exemple, la pop plus toxiques comprennent des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP), les éthers biphényles polybromés (PBDE), des polychlorodibenzo-p-dioxines (PCDD), les biphényles polychlorés (BPC), dibenzofurannes polychlorés (PCDF) et phtalique esters de l’acide (PAEs)1,2, qui toutes se composent de plusieurs congénères. Détection de petites molécules a été principalement réalisée par chromatography/mass spectrometry sur des techniques en raison de la diversité des applications3,4,5,6. Pour la détection sur place, les méthodes axées sur les anticorps ont été récemment développés7,8,9. Toutefois, étant donné que ces méthodes sont hautement spécifiques pour certain un congénère, plusieurs essais sont effectués. Ce qui est plus grave, c’est que les nouveaux congénères grandissent si vite que leurs anticorps ne peuvent pas être générés dans le temps. Par conséquent, le développement de biocapteurs spécifique pour surveiller les niveaux totaux de tous les congénères lors d’un test peut fournir une métrique de précieuse pour évaluer l’état de la pollution de l’environnement.

Récemment, les aptamères nucléotidiques ont été largement appliquées comme éléments de reconnaissance dans les diverses plateformes de biodétection en raison de leur capacité à reconnaître une grande variété de cibles, d’ions et de petites molécules de protéines et cellules10,11 ,,12. Aptamères sont identifiés au moyen d’une méthode in vitro appelée évolution systématique des ligands par enrichissement exponentiel (SELEX)13,14. SELEX commence avec la bibliothèque d’oligonucléotides monocaténaires synthétique aléatoire, qui contient environ 10 séquences de15 14-10. La taille de la bibliothèque aléatoire assure la diversité des structures candidat ARN ou ADN. Le processus typique de SELEX se compose de plusieurs tours d’enrichissement jusqu’à ce que la bibliothèque est enrichie en séquences avec grande affinité et spécificité à la cible. La poule finale enrichie est ensuite séquencée, et les constantes de dissociation (Kd) et la sélectivité contre potentiel substances interférentes sont déterminées par différentes techniques telles que filtrent binding, chromatographie d’affinité, surface résonance plasmon (SPR), etc. 15

En raison de la solubilité dans l’eau est extrêmement faible et manque de groupes fonctionnels pour l’immobilisation de la surface, l’aptamère pop est théoriquement difficile. Des avancées significatives pour SELEX ont accéléré la découverte d’aptamères. Toutefois, la sélection des aptamères spécifiques à un groupe de pop n’a pas encore été signalée. Jusqu’à présent, seulement PCB-liaison ADN aptamères avec grande spécificité pour certain un congénère ont été identifiés16. PAEs sont principalement utilisés dans les matériaux de polychlorure de vinyle, changeant de polychlorure de vinyle plastique dur à un élastique plastique, agissant ainsi comme un plastifiant. Certains PAEs ont été identifiés comme des perturbateurs endocriniens, peut causer des dommages graves au foie et de la fonction rénale, réduire la motilité des spermatozoïdes mâles et peuvent entraîner la morphologie des spermatozoïdes anormaux et cancer du testicule,17. Le composé – ni aptamères PAE-liaison spécifique à un groupe ont été signalés.

L’objectif de ce travail est de fournir un protocole représentatif de sélection spécifique au groupe ADN aptamères à fortement hydrophobes petites molécules telles que PAEs, un groupe représentatif des polluants organiques persistants. Nous démontrons également l’application de l’aptamère sélectionné pour la détection de la pollution de l’environnement. Ce protocole fournit des conseils et des idées pour la découverte d’aptamère d’autres petites molécules hydrophobes.

Protocol

1. Bibliothèque et de conception d’amorce et de synthèse Concevoir la bibliothèque initiale et les amorces.Bibliothèque (piscine0) : 5′-TCCCACGCATTCTCCACATC-N40-CCTTTCTGTCCTTCCGTCAC-3’Avant l’amorce (FP) : 5′-TCCCACGCATTCTCCACATC-3’Phosphorylée apprêt inverse (PO4- RP) : 5′-PO4- GTGACGGAAGGACAGAAAGG-3′ Synthétiser la piscine0, FP et PO4- RP en utilisant le standard phosphoramidite chimie<sup class="xref"…

Representative Results

Nous avons conçu et synthétisé le groupement aminé fonctionnalisé de phtalate de dibutyle (DBP-NH2) comme cible d’ancrage (Figure 1F). Ensuite, nous avons effectué la sélection d’aptamère ADN du PAEs à l’aide de DBP-NH2 comme la cible de l’ancre et en suivant la méthode axée sur l’immobilisation de cible classique (Figure 2). À chaque tour, un pilote PCR a été réalisée à l’aide d…

Discussion

Un des avantages exceptionnels d’aptamères sont qu’ils sont identifiés par le biais de la méthode in vitro SELEX, tandis que les anticorps sont générés via in vivo immunoreactions. Par conséquent, aptamères sont sélectionnables avec spécificité de cible souhaitée dans des conditions expérimentales bien conçues, alors que les anticorps se limitent aux conditions physiologiques.

Pour faciliter la séparation des séquences liées des séquences gratuits, SELEX…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous sommes reconnaissants pour le soutien financier de la Fondation nationale des sciences naturelles (21675112), projet clé du plan sciences et technologies de la Commission de l’éducation de Pékin (KZ201710028027) et Yanjing jeune savant programme de Capital Normal University.

Materials

UV-2550 Shimadzu,Japan protocol, section 3.8.2
DNA Engnine Thermal cycler,PTC0200 BIO-RAD section 3.5.1.2 and 3.5.2
C1000 Touch BIO-RAD section 5.3.6 and 6.3
VMP3 multichannel potentiostat Bio-Logic Science, Claix, France section 7.4,7.8 and 7.11
Epoxy-activated Sepharose 6B GE Healthcare (Piscataway, NJ, USA) 10220020 argarose beads, section 2.3 and 3.3
Dynabeads M-270 carboxylic acid magnetic beads Invitrogen, USA 420420 magnetic beads,section 5.2. and 5.3
Premix Taq Hot Start Version Takara,Dalian,China R028A polymerase, section 3.5.1.1
PARAFILM Sealing Membrane Bemis, USA PM-996 section 3.6.5
Lambda Exonuclease Invitrogen, USA EN0561 section3.7.1.2.The 10 × reaction buffer is provided along with λ exonuclease by the provider.
Dr. GenTLE
Precipitation Carrier
Takara,Dalian,China 9094 section 3.6.2 and 3.8.1
UNIQ-10 PAGE DNA recovery kit Sangon Biotech (Shanghai) B511135 section 4.2
SYBR Gold nucleic acid gel stain Invitrogen, USA 1811838 nucelic acid stain dye, section 3.5.1.5
SYBR Premix Ex Taq II Takara,Dalian,China RR820A polymerase mix contaning polymerase and dNTPs, section 5.3.5
2-(N-Morpholino)ethanesulfonic acid (MES) Sigma-Aldrich CAS: 1132-61-2 section 5.2.1
1-ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl) carbodiimide hydrochloride (EDC) Invitrogen, USA CAS: 25952-53-8 section 5.2.2
N-hydroxysuccinimide (NHS) Sigma-Aldrich 6066-82-6 section 5.2.3
mercaptohexanol (MCH) Sigma-Aldrich CAS: 1633-78-9 section 7.7
Gold electrode Shanghai Chenhua CHI101 section 7.4. – 7.11
tris(2-carboxyethyl) phosphine hydrochloride (TCEP) Sigma-Aldrich CAS: 51805-45-9 section 7.5
O-(2-Mercaptoethyl)-O'-methyl-hexa-(ethylene glycol) Sigma-Aldrich CAS: 651042-82-9 section 7.7
diethylhexyl phthalate (DEHP) National Institute of Metrology, China CAS: 117-81-7 section 7.11
Tween 20 Sigma-Aldrich CAS: 9005-64-5 polyoxyethy-lene(20) sorbaitan monolaurate
Triton X-100 Sigma-Aldrich CAS: 9002-93-1 non-ionic surface active agent
PBS Sigma-Aldrich P5368 10 mM phosphate buffer containing 1 M NaCl, pH 7.4

References

  1. Vorkamp, K., Riget, F. F. A review of new and current-use contaminants in the Arctic environment: Evidence of long-range transport and indications of bioaccumulation. Chemosphere. 111, 379-395 (2014).
  2. Net, S., Sempere, R., Delmont, A., Paluselli, A., Ouddane, B. Occurrence, fate, behavior and ecotoxicological state of phthalates in different environmental matrices. Environ Sci Technol. 49 (7), 4019-4035 (2015).
  3. Xie, Q. L., Liu, S. H., Fan, Y. Y., Sun, J. Z., Zhang, X. K. Determination of phthalate esters in edible oils by use of QuEChERS coupled with ionic-liquid-based dispersive liquid-liquid microextraction before high-performance liquid chromatography. Anal BioanalChem. 406 (18), 4563-4569 (2014).
  4. Ierapetritis, I., Lioupis, A., Lampi, E. Determination of phthalates into vegetable oils by isotopic dilution gas chromatography mass spectrometry. Food Anal Methods. 7 (7), 1451-1457 (2014).
  5. Sun, J. Z., He, H., Liu, S. H. Determination of phthalic acid esters in Chinese white spirit using dispersive liquid-liquid microextraction coupled with sweeping beta-cyclodextrin-modified micellar electrokinetic chromatography. J Sep Sci. 37 (13), 1679-1686 (2014).
  6. Yilmaz, P. K., Ertas, A., Kolak, U. Simultaneous determination of seven phthalic acid esters in beverages using ultrasound and vortex-assisted dispersive liquid-liquid microextraction followed by high-performance liquid chromatography. J Sep Sci. 37 (16), 2111-2117 (2014).
  7. Sun, R., Zhuang, H. An ultrasensitive gold nanoparticles improved real-time immuno-PCR assay for detecting diethyl phthalate in foodstuff samples. Anal Biochem. 480, 49-57 (2015).
  8. Sun, R. Y., Zhuang, H. S. A sensitive heterogeneous biotin-streptavidin enzyme-linked immunosorbent assay for the determination of di-(2-ethylhexyl)phthalate (DEHP) in beverages using a specific polyclonal antibody. Anal Methods. 6 (24), 9807-9815 (2014).
  9. Zhou, L., Lei, Y., Zhang, D., Ahmed, S., Chen, S. An ultra-sensitive monoclonal antibody-based enzyme-linked immunosobent assay for dibutyl phthalate in human urinary. Sci Total Environ. 541, 570-578 (2016).
  10. Shen, J., Li, Y., Gu, H., Xia, F., Zuo, X. Recent development of sandwich assay based on the nanobiotechnologies for proteins, nucleic Acids, small Molecules, and ions. Chem Rev. 114 (15), 7631-7677 (2014).
  11. Yin, X. -. B. Functional nucleic acids for electrochemical and electrochemiluminescent sensing applications. TrAC, Trends Anal Chem. 33, 81-94 (2012).
  12. Nguyen, V. -. T., Kwon, Y. S., Gu, M. B. Aptamer-based environmental biosensors for small molecule contaminants. Curr Opin Biotechnol. 45, 15-23 (2017).
  13. Groher, F., Suess, B. In vitro selection of antibiotic-binding aptamers. Methods. 106, 42-50 (2016).
  14. Yang, K. -. A., Pei, R., Stojanovic, M. N. In vitro selection and amplification protocols for isolation of aptameric sensors for small molecules. Methods. 106, 58-65 (2016).
  15. Jing, M., Bowser, M. T. Methods for measuring aptamer-protein equilibria: a review. Anal. Chim. Acta. 686 (1-2), 9-18 (2011).
  16. Mehta, J., et al. Selection and characterization of PCB-binding DNA aptamers. Anal Chem. 84 (3), 1669-1676 (2012).
  17. Matsumoto, M., Hirata-Koizumi, M., Ema, M. Potential adverse effects of phthalic acid esters on human health: A review of recent studies on reproduction. Regul Toxicol Pharm. 50 (1), 37-49 (2008).
  18. Goodchild, J. Conjugates of oligonucleotides and modified oligonucleotides: a review of their synthesis and properties. Bioconjug Chem. 1 (3), 165-187 (1990).
  19. Brown, D. M. A brief history of oligonucleotide synthesis. Protocols for Oligonucleotides and Analogs: Synthesis and Properties. , 1-17 (1993).
  20. Reese, C. B. Oligo-and poly-nucleotides: 50 years of chemical synthesis. Org Biomol Chem. 3 (21), 3851-3868 (2005).
  21. Sproat, B., Colonna, F., Mullah, B., et al. An efficient method for the isolation and purification of oligoribonucleotides. Nucleos Nucleot Nucl. 14 (1-2), 255-273 (1995).
  22. Han, Y., et al. Selection of group-specific phthalic acid esters binding DNA aptamers via rationally designed target immobilization and applications for ultrasensitive and highly selective detection of phthalic acid esters. Anal Chem. 89 (10), 5270-5277 (2017).
  23. Bartlett, J. M. S., Stirling, D. A short history of the polymerase chain reaction. PCR protocols. , 3-6 (2003).
  24. Saiki, R. K., Scharf, S., Faloona, F., et al. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia. Science. 230, 1350-1354 (1985).
  25. Albright, L. M., Slatko, B. E. Denaturing polyacrylamide gel electrophoresis. Current Protocols in Nucleic Acid Chemistry. , A. 3B 1-A. 3B 5 (2001).
  26. Summer, H., Grämer, R., Dröge, P. Denaturing urea polyacrylamide gel electrophoresis (Urea PAGE). JoVE. (32), e1485 (2009).
  27. Jing, M., Bowser, M. T. Methods for measuring aptamer-protein equilibria: a review. Anal Chim Acta. 686 (1), 9-18 (2011).
  28. Sharma, T. K., Bruno, J. G., Dhiman, A. ABCs of DNA aptamer and related assay development. Biotechnol Adv. 35 (2), 275-301 (2017).
  29. Liu, R., et al. Signaling-probe displacement electrochemical aptamer-based sensor (SD-EAB) for detection of nanomolar kanamycin A. Electrochim Acta. 182, 516-523 (2015).
  30. Mendonsa, S. D., Bowser, M. T. In vitro evolution of functional DNA using capillary electrophoresis. J Am Chem Soc. 126, 20-21 (2004).
  31. Lou, X. H., et al. Micromagnetic selection of aptamers in microfluidic channels. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (9), 2989-2994 (2009).
  32. Cho, M., et al. Quantitative selection of DNA aptamers through microfluidic selection and high-throughput sequencing. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 15373-15378 (2010).
  33. Cho, M., et al. Quantitative selection and parallel characterization of aptamers. Proc Nat Acad Sci USA. 110 (46), 18460-18465 (2013).
  34. Song, K. -. M., et al. Gold nanoparticle-based colorimetric detection of kanamycin using a DNA aptamer. Anal Biochem. 415 (2), 175-181 (2011).
  35. Yang, Z., Ding, X., Guo, Q., et al. Second generation of signaling-probe displacement electrochemical aptasensor for detection of picomolar ampicillin and sulfadimethoxine. Sens Actuators B. 253 (2017), 1129-1136 (2017).
  36. Lou, X., Zhao, T., Liu, R., Ma, J., Xiao, Y. Self-assembled DNA monolayer buffered dynamic ranges of mercuric electrochemical sensor. Anal Chem. 85 (15), 7574-7580 (2013).
  37. Zhao, T., et al. Nanoprobe-enhanced, split aptamer-based electrochemical sandwich assay for ultrasensitive detection of small molecules. Anal Chem. 87 (15), 7712-7719 (2015).
  38. Lou, X., He, L. A. Surface passivation using oligo(ethylene glycol) in ATRP-assisted DNA detection. Sens Actuators,B. 129 (1), 225-230 (2008).
check_url/fr/56814?article_type=t

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Citer Cet Article
Wu, X., Diao, D., Lu, Z., Han, Y., Xu, S., Lou, X. Phthalic Acid Ester-Binding DNA Aptamer Selection, Characterization, and Application to an Electrochemical Aptasensor. J. Vis. Exp. (133), e56814, doi:10.3791/56814 (2018).

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