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Article de méthode

Méthodes pour la mise en scène des périodes nymphale et mesure de Pigmentation de l’aile de Drosophila guttifera

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DOI :

10.3791/56935

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24 janvier 2018

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Dans cet article

Résumé

Protocoles pour la stadification des périodes nymphales et mesure de la pigmentation de la voilure de Drosophila guttifera sont décrits. Mise en scène et la quantification de la pigmentation fournissent une base solide pour l’étude des mécanismes de développement des traits adultes et permettent la comparaison interspécifique de développement de caractère.

Résumé

Diversifié d’espèces de drosophile (mouche) offrent des possibilités d’étudier les mécanismes du développement et des modifications génétiques responsables des changements évolutifs. En particulier, le stade adulte est une source riche des traits morphologiques pour comparaison interspécifique, y compris la comparaison de pigmentation aile. Afin d’étudier les différences de développement entre les espèces, observation détaillée et mise en scène appropriée sont nécessaires pour comparaison précise. Nous décrivons ici les protocoles de mise en scène des périodes nymphales et quantification de la pigmentation chez un pois drosophile, Drosophila guttiferaaile. Tout d’abord, nous décrivons la méthode d’observation morphologique détaillée et définition des stades nymphales issu des morphologies. Cette méthode comprend une technique pour enlever le puparium, qui est le cas de chitineux externe de la chrysalide, pour permettre l’observation détaillée des morphologies pupes. En second lieu, nous décrivons la méthode pour mesurer la durée des stades nymphales définis. Enfin, nous décrivons la méthode pour la quantification de la pigmentation Escadre basée sur l’analyse d’images à l’aide d’images numériques et logiciels ImageJ. Avec ces méthodes, nous pouvons établir une base solide pour la comparaison des processus de développement des traits adultes stades nymphales.

Introduction

Certains des traits morphologiques de la drosophile sont diversifié en fonction des espèces1,2,3,4,5. Nous pouvons aborder la question de la diversité morphologique comment se pose en comparant les mécanismes de génération de ces morphologies. Trichomes larvaires, peignes de sexe adulte, appareil génital externe, pigmentation cutanée abdominale et aile pigmentation6,7,8,9....

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Protocole

1. la mouche stock

  1. Utiliser Drosophila guttifera pour tous les protocoles suivants.
  2. Utiliser des flacons en plastique (diamètre 25 mm x hauteur 96 mm) et bouchons de cellulose (diamètre 23 mm x hauteur 26 mm) pour l’entretien de stocks. Utiliser un aliment standard de la semoule de maïs/sucre/levure/agar et suivre une publication décrit trois autres recettes alternatives pour cette espèce2.
    Remarque : d. guttifera (numéro de nomenclature 15130-1971.10) est fourni par l’espèce Drosophila Stock Center à l’Université de Californie, San Diego. Bien que d. guttifera appartient à immigrans-

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Résultats

La période de pupe de d. guttifera est divisée en 17 étapes (P1 - P15(ii) ; images représentant trois stades (P1, P5 - 6, P10) sont indiquées Figure 3et 17 toutes les étapes sont illustrées à la Figure 4). Que Bainbridge et Bownes17 reconnu 20 étapes chez d. melanogaster, certaines de ces étapes ne pourraient pas s’appliquer aux d. guttifera. L’ordre des deux événements développe.......

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Discussion

Nous décrivons ici les protocoles pour la définition des étapes pupes, enlevant le puparium pour l’observation détaillée, mesure des durées des stades nymphales et mesure de l’intensité des taches noires sur une aile dans d. guttifera. Ces protocoles peuvent être appliquées pour les nombreux Drosophila et des espèces, en particulier les espèces avec la pigmentation de l’aile.

Observation approfondie et une description plus détaillées des événements du développement permettrai.......

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Nous remercions Sean B. Carroll et Thomas Werner pour fournir des stocks de mouche, Naoyuki fusible pour l’équipement, Byung Seok Jin pour son aide dans le tournage, Kiyokazu Agata de mentorat et Elizabeth Nakajima pour l’édition anglaise. Ce travail a été soutenu par KAKENHI 17K 19427 et Takeda (FNS).

....

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Drosophila guttiferaThe Drosophila Species Stock Center at the U.C. San Diego15130-1971.10Drosophila guttifera, une espèce de mouche des fruits utilisée dans cet article
Flacon en plastiqueHightechMKC-30Flacon en plastique, pour l’entretien du stock
de mouches Bouchons Buzz flacons et bouchons pour flacons en verreFisher ScientificAS-271Bouchon en cellulose, pour l’entretien du stock de mouches
Sucre mou blancSucre MitsuiJ-500gSucre mou blanc, pour semoule de maïs/sucre/levure/gélose standard
Farine de maïsNippon Flour MillsFFarine de maïs, pour semoule de maïs/sucre/levure/gélose
standard Gruau de maïs - CNippon Flour MillsGCGruau de maïs - C, pour semoule de maïs/sucre/levure/gélose alimentaire standard
Poudrede géloseMatsuki Kanten SangyoNo.602Poudre d’agar, pour semoule de maïs/sucre/levure/agar alimentaire
standard Levure de bière sècheAsahi Food & Soins de santéY2ALevure de bière sèche, pour semoule de maïs/sucre/levure/gélose standard
P-hydroxybenzoate de butyleNacalai Tesque06327-02P-hydroxybenzoate de butyle, pour semoule de maïs/sucre/levure/gélose
standard ÉthanolWako057-00456Éthanol, pour semoule de maïs/sucre/levure/gélose
standard Microtube à fond platIna OpticaCF-0150Microtube de 1,5 mL, pour collecte de pupes
CAPSULEFUGETomyPMC-060Mini microcentrifugeuse, pour la collecte de pupes
Stérilisé Schale NBSansei Medical01-013Boîte de Pétri en plastique (diamètre 90 mm x hauteur 15 mm)
Porte-tube de sérumIwaki9796-050Utilisé comme chambre humide, pour l’observation de la nymphe
Corning Falcon Plat de culture tissulaire Easy-GripCorning353001Boîte de Pétri en plastique (diamètre 35 mm x hauteur 10 mm)
Boîte de culture tissulaire standard FalconCorning353002Boîte de Pétri en plastique (diamètre 60 mm x hauteur 15 mm)
PunaiseKokuyo51233709Punaise, pour faire des trous d’épingle sur le couvercle du microtube
StéréomicroscopeOlympusSZX16Stéréomicroscope, pour l’observation morphologique
Appareil photo numériqueOlympusDSE-330-AAppareil photo numérique, pour l’imagerie
NICETACK Ruban adhésif double faceNichibanNW-15SFRuban adhésif double face, pour enlever le puparium
Pince Dumont #5Outils de science fine11252-20Pince, pour enlever le puparium
Van Gogh VISUAL PinceauTalens JapanGWVR-#5/0Pinceau, pour enlever le puparium
Greiner CELLSTAR Plaque de culture cellulaire 12 puitsMerck665-180Plaque de culture cellulaire à 12 puits, pour mesurer les durées des périodes nymphales
NaClWako191-01665NaCl, pour PBS
KClNacalai Tesque285-14KCl, pour PBS
Na2HPO4· ; 12H2OWako196-02835Na2HPO4· ; 12H2O, pour PBS
KH2PO4Nacalai Tesque28721-55KH2PO4, pour PBS
Filtre à densité neutre (ND) étagé 0.04 - 3.0Edmund Optics64-384Filtre à densité étagée, pour l’étalonnage de la mesure de la pigmentation
Logiciel ImageJNIH1.8.0-101Logiciel ImageJ, pour la mesure de l’intensité des taches noires sur une aile (https://imagej.nih.gov)
FINE FROST lame de verreMatsunami Glass IndFF-001Lame de verre, pour la mesure de l’intensité des points noirs sur une aile
Verre de couverture de microscope carré 18 x 18Matsunami Glass IndC018181Fiche de protection, pour la mesure de l’intensité des taches noires sur une aile

Références

  1. Carson, H. L., Hardy, D. E., Spieth, H. T., Stone, W. S. The evolutionary biology of the Hawaiian Drosophilidae. Essays in evolution and genetics in honor of Theodosius Dobzhansky. Hecht, M. K., Steere, W. C. , Springer (Meredith Corporation). New York. 437-543 (1970).
  2. Markow, T. A., O'Grady, P. M. Drosophila: a guide to species id....

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Réimpressions et autorisations

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