Summary

التصوير النهج لإجراء تقييمات للسمية الأكسدة باستخدام أجهزة استشعار فلوروجينيك ترميز وراثيا

Published: February 07, 2018
doi:

Summary

هذه المخطوطة يصف استخدام الصحفيين فلوروجينيك ترميز وراثيا في تطبيق التصوير خلية يعيش لدراسة الأكسدة الناجمة عن إكسينوبيوتيك. ويوفر هذا النهج التجريبي القرار الزمانية المكانية لم يسبق لها مثيل، وحساسية، وخصوصية مع تجنب العديد من أوجه قصور الأساليب التقليدية المستخدمة للكشف عن الأكسدة السمية.

Abstract

بينما الأكسدة إليه سمية يكثر ذكرها، الأساليب التقليدية للدراسة فإنه يعاني من عدد من أوجه القصور، بما في ذلك تدمير للعينة، والأخذ بالنتائج الملموسة المحتملة، وعدم وجود خصوصية لرد الفعل الأنواع المعنية. ومن ثم، هناك حاجة الحالية في مجال علم السموم للأساليب غير المدمرة وحساسة ومحددة التي يمكن استخدامها لمراقبة وقياس الاضطرابات الأكسدة داخل الخلايا، أكثر شيوعاً المشار إليها الأكسدة. وهنا نقدم طريقة لاستخدام اثنين من أجهزة الاستشعار فلوروجينيك ترميز وراثيا، roGFP2 وفرط، لاستخدامها في الدراسات خلية يعيش التصوير لمراقبة ردود الأكسدة الناجمة عن إكسينوبيوتيك. roGFP2 اكويليبراتيس مع الجلوتاثيون الأكسدة المحتملة (هالمدفع جريازيف)، بينما فرط مباشرة بالكشف عن فوق أكسيد الهيدروجين (H2O2). يمكن التعبير عنها في مختلف أنواع الخلايا عن طريق تعداء أو توصيل كل من أجهزة الاستشعار، ويمكن أن تكون مستهدفة لمقصورات الهاتف الخلوي محددة. الأهم من ذلك، يوفر الفحص المجهري خلية يعيش باستخدام أجهزة الاستشعار هذه عالية الدقة المكانية والزمانية التي ليس من الممكن استخدام الأساليب التقليدية. التغيرات في كثافة fluorescence رصدها في 510 نانومتر يخدم كقراءات لكل فلوروجينيك ترميز وراثيا من أجهزة الاستشعار عند التتابع ولع 404 نانومتر و 488 نانومتر الضوء. هذه الخاصية تجعل كلا راتيوميتريك أجهزة الاستشعار، القضاء على الشائعة مجهرية التحف وتصحيح الاختلافات في التعبير الاستشعار بين الخلايا. ويمكن تطبيق هذه المنهجية عبر مجموعة متنوعة من منصات فلوروميتريك قادرة على انبعاثات مثيرة وجمع موجية المنصوص عليها، يجعلها مناسبة للاستخدام مع أنظمة التصوير [كنفوكل] والتقليدية واسع المجال المجهري، ولوحة القراء. استخدمت كل من أجهزة الاستشعار فلوروجينيك ترميز وراثيا في مجموعة متنوعة من أنواع الخلايا، والدراسات السمية لمراقبة الهاتف الخلوي هالمدفع جريازيف والجيل2 2س ح في الوقت الحقيقي. المبين هنا هو أسلوب موحد قابل للتكيف على نطاق واسع عبر أنواع الخلايا ومنصات فلوروميتريك لتطبيق roGFP2 وفرط في خلية يعيش تقييمات السمية للأكسدة.

Introduction

بعد مصطلح “الأكسدة” كثيرا ما يشار إليه في علم السموم، ونادراً ما هو هذا المصطلح هو موضح على وجه التحديد. الأكسدة ويمكن الرجوع إلى العديد من العمليات داخل الخلايا، بما في ذلك توليد الأنواع الأكسجين التفاعلية، والأضرار الناجمة عن الجذور الحرة، أكسدة الجزيئات المضادة للأكسدة، والشلالات حتى تفعيل إشارات محددة. وقد وثقت طائفة واسعة من الملوثات البيئية1،2 و3،وكلاء الدوائية4 لحفز الأكسدة أما العمل المباشر لمجمع إكسينوبيوتيك نفسها5 ،6 أو ثانوي بإنتاج أنواع الأكسدة كجزء من الاستجابة الخلوية7،،من89،10. ولذلك، من مصلحة كبيرة في علم السموم التقيد بدقة وتميز في عمليات الأكسدة مما يؤدي إلى نتائج سلبية. الأساليب التقليدية لقياس الأكسدة تنطوي على تحديد الجزيئات الحيوية المؤكسد11،،من1213،،من1415 أو المواد المضادة للأكسدة16 ،،من1718،،من1920، أو القياس المباشر للأنواع المتفاعلة أنفسهم21،،من2223، 24. ومع ذلك، تتطلب هذه الطرق عادة انقطاع الهاتف الخلوي، الذي كثيرا ما يستهلك العينة، ويلغي القرار المكانية ويحتمل أن يقدم التحف25. تطوير أساليب أكثر حساسية وتحديداً للكشف عن أنواع الأكسدة وعلامات للأكسدة قابل للتطبيق على نطاق واسع للتحقيق في الآثار السلبية للتعرض إكسينوبيوتيك.

خلية يعيش مجهرية باستخدام جيل جديد من أجهزة الاستشعار فلوروجينيك ترميز وراثيا برز كأداة قوية لرصد حالة الأكسدة داخل الخلية من الخلايا الحية. عادة ما يعبر عن هذه المجسات باستخدام ناقل تحت سيطرة أحد المروجين الفيروسية التي يتم تقديمها عن طريق منهجيات تعداء أو توصيل. التعبير عالية الكفاءة ليست ضرورية، نظراً للخلايا معربا عن استشعار الفلورسنت يمكن بسهولة تحديد بصريا. لتقييمات السمية، يمكن ملاحظة معربا عن أجهزة الاستشعار هذه الخلايا باستخدام مجهر الأسفار كما أنهم يتعرضون لمركبات إكسينوبيوتيك في الوقت الحقيقي. ويسمح هذا التصميم التجريبي القياسات المتكررة في نفس الخلية، مما يتيح الأساس أنشئت كل خلية بمثابة عنصر التحكم الخاص به. عالية الدقة الزمنية الممنوحة بتصوير خلية يعيش مناسبة تماما للكشف عن أحداث الأكسدة، خاصة تلك التي تعتبر متواضعة في حجمها أو عابرة في الطبيعة. بالإضافة إلى كونها حساسة ومحددة سواء لتلك الجزيئات المستهدفة، يمكن متحمس الأسفار بعض أجهزة الاستشعار هذه باستخدام اثنين من الأطوال الموجية للضوء. يسمح هذا الظاهرة انبعاث الفلورسنت يمكن التعبير عنها كنسبة، مما يسمح بتمييز التغييرات إشارة المرتبطة باستجابات استشعار أصيلة من تلك الناجمة عن المصنوعات اليدوية مثل الاختلافات في التعبير الاستشعار، وسمك الخلية، مصباح كثافة، فوتوبليتشينج، وحساسية الكاشف ومضان26. وهناك ميزة أخرى لاستخدام أجهزة الاستشعار فلوروجينيك هو أن أنها يمكن أن تكون مستهدفة لمقصورات الهاتف الخلوي محددة، إنشاء مستوى القرار المكانية التي لا مثيل لها بالطرق التقليدية25،،من2627.

وضعت عائلة كبيرة من أجهزة الاستشعار وراثيا ترميز استناداً إلى البروتينات الفلورية الخضراء (التجارة والنقل) وتتميز بتقرير عن مجموعة متنوعة واسعة من العلامات الفيزيولوجية، بما في ذلك درجة الحموضة، ودرجة الحرارة، وتركيزات الكالسيوم، ونسبة ATP/ADP25 ،،من2829،،من3031. وشملت من بين هذه مجسات الجلوتاثيون الأكسدة المحتملة (هالمدفع جريازيف) وفوق أكسيد الهيدروجين (H2O2). في حين وضعت أجهزة الاستشعار هذه التطبيقات في الأكسدة والاختزال علم الأحياء وعلم وظائف الأعضاء، كانت أيضا تكييف لدراسة الأكسدة الناجمة عن إكسينوبيوتيك. على وجه التحديد، يصف البروتوكول الواردة هنا استخدام roGFP2 الاستشعار الإلكترونيةالمدفع جريازيف وأجهزة الاستشعار2 2س ح فرط.

roGFP2 تقارير بشأن إمكانيات الأكسدة داخل الخلايا الجلوتاثيون مخفضة والمؤكسدة (المدفع جريازيف/جسج) عن طريق تتابع الأكسدة والاختزال التي تنطوي على الجلوتاثيون البيروكسيديز (GPx) وجلوتاريدوكسين (جركس) ريدكتيز الجلوتاثيون (GR) (الشكل 1)25، 32 , 33-الجلوتاثيون هو جزيء المضادة للأكسدة الخلوية الغالبة وهي موجودة أساسا في شكل انخفاض (المدفع جريازيف) تركيزات ميليمولار في25،سيتوسول34. بينما هالمدفع جريازيف لا ترتبط أي نتائج وظيفية، من المسلم كمؤشر هام على حالة الأكسدة داخل الخلايا34. زيادة صغيرة نسبيا في تركيز جسج يؤدي إلى زيادة في هالمدفع جريازيف التي يمكن كشفها بواسطة roGFP2. المثل الهامة، رصد هالمدفع جريازيف استخدام roGFP2 خلال التعرض إكسينوبيوتيك يمكن أن يحتمل أن تكشف الكثير عن إليه العمل في عدة نقاط في التتابع الأكسدة وتحول المسارات المرتبطة بها، مثل فوسفات بنتوز (الرقم 1 )35. أجهزة الاستشعار الثاني مناقشتها هنا، فرط، داخل الخلايا ح2س2 تحقيقا المستمدة من إدخال البروتين نيون أصفر (يفب) في المجال التنظيمي البكتيرية ح2س2-النسخ الحساسة عامل OxyR136. على الرغم من أن سابقا اعتبر أكسجين تفاعلية مدمرة الوسيطة، ح2س2 تحظى باعتراف متزايد كجزيء إشارات داخل الخلايا هامة تحت الظروف الفسيولوجية37، 38، مما يوحي بوجود أدوار غير معروف لح2س2 في علم السموم، وكذلك. على سبيل المثال، يمكن أن يكون ح الزائدة2س2 الناجمة عن تعرض إكسينوبيوتيك تمهيدا للتقلبات في الإشارات الخلوية أو تحولاً في الاستقلاب.

وأعربت كل من أجهزة الاستشعار فلوروجينيك ترميز وراثيا في عدة خطوط الخلايا المحددة، بما في ذلك خط الخلية الكبدية شرانيه البشرية A431 وخط الخلايا الظهارية الشعب الهوائية البشرية بياس-2B، لمراقبة التغييرات في هالمدفع جريازيف وح2 س2 في الاستجابة لمجموعة متنوعة من التعرض للسمية. وتشمل هذه الملوثات الغازية (35من الأوزون)، ومكونات قابلة للذوبان من الجسيمات (1، 2 نفتوكينون39،40 والزنك41)، والنيكل جسيمات نانوية (بيانات غير منشورة). وتمثل هذه الدراسات فقط مجموعة فرعية صغيرة من التطبيقات الممكنة لهذه اثنين من أجهزة الاستشعار. من الناحية النظرية، يمكن أن تستخدم أي نوع من الخلايا غير قادرة على تلقي والإعراب عن الحمض النووي لأجهزة الاستشعار هذه من خلال تقنيات البيولوجيا الجزيئية التقليدية لتقييم آثار xenobiotics يشتبه في أن يغير حالة الأكسدة الخلوية. وحتى الآن، قد أعربت واحدة أو أكثر من هذه المجسات في مختلف بدائيات النوى وحقيقيات النوى، بما في ذلك عدة الثدييات والنباتات والبكتيريا والخميرة الخلية أنواع25،26،،من3642. قراءات لأجهزة الاستشعار2 2س هالمدفع جريازيف وح تغيير في كثافة fluorescence المنبعثة في 510 نيوتن متر عند الإثارة مع الضوء نانومتر 488 و 404. هذا الأسلوب القدرة على التكيف على نطاق واسع عبر منصات فلوروميتريك، بما في ذلك أنواع مختلفة من الفحص المجهري ([كنفوكل] وواسع المجال) ولوحة من القراء. يسمح الأسلوب الذي قدم إلى هنا للمراقبة حساسة ومحددة من داخل الخلايا هالمدفع جريازيف وح2س2 في نظم السمية في المختبر .

Protocol

1-إعداد الخلايا ملاحظة: هذا الإجراء وصف توصيل لينتيفيرال من خط خلية مخلدة (بياس-2 باء؛ ATCC، ماناساس، خامسا) للتعبير عن المراسل المطلوب (roGFP2 أو فرط). يمكن أن تستخدم خطوط/أنواع الخلايا الأخرى و/أو أساليب نقل الجينات، بما في ذلك تعداء، طالما أنها تسفر عن مستوى مراسل التعبير الملائم …

Representative Results

وقد تم استخدام roGFP2 وفرط في الكشف عن التغييرات في هالمدفع جريازيف وداخل الخلايا ح2س2 جيدا الموصوفة سابقا25،36،،من4243 ، ويتضح هنا. [كنفوكل] صور من الخلايا معربا عن roGFP2 في خط الأساس، والإضا?…

Discussion

استخدام roGFP2 وفرط في الكشف عن التغييرات في داخل الخلايا هالمدفع جريازيف وح2س2، على التوالي، وقد وصفت جيدا في السابق الدراسات الفسيولوجية وسمية 25،35،36 ،،من3940،41،…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

الكتاب يود أن يشكر Katelyn لافريتش للمساعدة في تصميم التجارب وعمليات تحرير المخطوطة.

Materials

roGFP2 Plasmid University of Oregon N/A Generous gift of S.J. Remington
HyPer Plasmid Evrogen FP941
Hydrogen Peroxide Sigma Aldrich H1009
Dithiothreitol Sigma Aldrich 10708984001
9,10-Phenanthrenequinone Sigma Aldrich 156507
Black Wall Glass Bottomed Dishes Ted Pella 14029-20
BEAS-2B cell line American Type Culture Collection CRL-9609
Keratinocyte Basal Medium Lonza 192151
Keratinocyte Growth Medium BulletKit Lonza 192060
Excel  Microsoft Office Suite N/A
NIS-Elements AR Imaging Software Nikon N/A
Nikon C1si Confocal Imaging System Nikon N/A

References

  1. Cross, C. E., et al. Environmental oxidant pollutant effects on biologic systems: a focus on micronutrient antioxidant-oxidant interactions. Am J Respir Crit Care Med. 166, 44-50 (2002).
  2. Kobzik, L. Environmental particulate-mediated cytokine production in lung epithelial cells (A549): role of preexisting inflammation and oxidant stress. J Toxicol Environ Health. 55, 31-44 (1998).
  3. Jaeschke, H., McGill, M. R., Ramachandran, A. Oxidant stress, mitochondria, and cell death mechanisms in drug-induced liver injury: lessons learned from acetaminophen hepatotoxicity. Drug Metab Reviews. 44, 88-106 (2012).
  4. Wolf, M. B., Baynes, J. W. The anti-cancer drug, doxorubicin, causes oxidant stress-induced endothelial dysfunction. Biochim Biophys Acta. 1760, 267-271 (2006).
  5. Kumagai, Y., Shinkai, Y., Miura, T., Cho, A. K. The chemical biology of naphthoquinones and its environmental implications. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 52, 221-247 (2012).
  6. Pham, H. T., Maccarone, A. T., Campbell, J. L., Mitchell, T. W., Blanksby, S. J. Ozone-induced dissociation of conjugated lipids reveals significant reaction rate enhancements and characteristic odd-electron product ions. J Am Soc Mass Spectrom. 24, 286-296 (2013).
  7. Abdel-Malek, Z. A., Kadekaro, A. L., Swope, V. B. Stepping up melanocytes to the challenge of UV exposure. Pigment Cell Melanoma Res. 23, 171-186 (2010).
  8. Berisha, H., Pakbaz, H., Absood, A., Foda, H., Said, S. Nitric oxide mediates oxidant tissue injury caused by paraquat and xanthine oxidase. Ann N Y Acad Sci. 723, 422-425 (1994).
  9. Gao, X., et al. Mitochondrial dysfunction may explain the cardiomyopathy of chronic iron overload. Free Radic Bio Med. 49, 401-407 (2010).
  10. Shukla, A., et al. Asbestos induces mitochondrial DNA damage and dysfunction linked to the development of apoptosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 285, 1018-1025 (2003).
  11. Charles, R., Jayawardhana, T., Eaton, P. Gel-based methods in redox proteomics. Biochim Biophys Acta. 1840, 830-837 (2014).
  12. Thornalley, P. J., Rabbani, N. Detection of oxidized and glycated proteins in clinical samples using mass spectrometry-a user’s perspective. Biochim Biophys Acta. 1840, 818-829 (2014).
  13. Arato, S., Ito, H., Miyashita, K., Hayakawa, K., Itabashi, Y. A facile method for the detection of aldehydes in oxidized lipids using solid-phase microextraction fiber and gas chromatograph equipped with a septum-free injector. J Oleo Sci. 58, 17-22 (2009).
  14. Collins, A. R. Measuring oxidative damage to DNA and its repair with the comet assay. Biochim Biophys Acta. 1840, 794-800 (2014).
  15. Churg, A., Keeling, B., Gilks, B., Porter, S., Olive, P. Rat mesothelial and tracheal epithelial cells show equal DNA sensitivity to hydrogen peroxide-induced oxidant injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 268, 832-838 (1995).
  16. Fraga, C. G., Oteiza, P. I., Galleano, M. In vitro measurements and interpretation of total antioxidant capacity. Biochim Biophys Acta. 1840, 931-934 (2014).
  17. Niki, E., Noguchi, N. Evaluation of antioxidant capacity: what capacity is being measured by which method. IUBMB Life. 50, 323-329 (2000).
  18. Pharikal, K., Das, P., Dey, C., Dasgupta, S. Tissue ascorbate as a metabolic marker in cadmium toxicity. Int J Vitam Nut Res. 58, 306-311 (1987).
  19. Tabata, M., Totani, M., Murachi, T. A chemiluminometric method for NADPH and NADH using a two-enzyme bioreactor and its application to the determination of magnesium in serum. Biomed Chrom. 4, 123-127 (1990).
  20. Ballatori, N., et al. Glutathione dysregulation and the etiology and progression of human diseases. Biol Chem. 390, 191-214 (2009).
  21. Nauseef, W. M. Detection of superoxide anion and hydrogen peroxide production by cellular NADPH oxidases. Biochim Biophys Acta. 1840, 757-767 (2014).
  22. Hawkins, C. L., Davies, M. J. Detection and characterisation of radicals in biological materials using EPR methodology. Biochim Biophys Acta. 1840, 708-721 (2014).
  23. Kettle, A. J., et al. Measuring chlorine bleach in biology and medicine. Biochim Biophys Acta. 1840, 781-793 (2014).
  24. Carballal, S., Bartesaghi, S., Radi, R. Kinetic and mechanistic considerations to assess the biological fate of peroxynitrite. Biochim Biophys Acta. 1840, 768-780 (2014).
  25. Meyer, A. J., Dick, T. P. Fluorescent protein-based redox probes. Antioxid Redox Signal. 13, 621-650 (2010).
  26. Dooley, C. T., et al. Imaging dynamic redox changes in mammalian cells with green fluorescent protein indicators. J Biol Chem. 279, 22284-22293 (2004).
  27. Malinouski, M., Zhou, Y., Belousov, V. V., Hatfield, D. L., Gladyshev, V. N. Hydrogen peroxide probes directed to different cellular compartments. PloS One. 6, 14564 (2011).
  28. Guzman, J. N., et al. Oxidant stress evoked by pacemaking in dopaminergic neurons is attenuated by DJ-1. Nature. 468, 696-700 (2010).
  29. Breckwoldt, M. O., et al. Multiparametric optical analysis of mitochondrial redox signals during neuronal physiology and pathology in vivo. Nat Med. 20, 555-560 (2014).
  30. Wolf, A. M., Nishimaki, K., Kamimura, N., Ohta, S. Real-time monitoring of oxidative stress in live mouse skin. J Invest Dermatol. 134, 1701-1709 (2014).
  31. Mishina, N. M., et al. Does cellular hydrogen peroxide diffuse or act locally. Antioxid Redox Signal. , (2011).
  32. Gutscher, M., et al. Real-time imaging of the intracellular glutathione redox potential. Nat Methods. 5, 553-559 (2008).
  33. Lohman, J. R., Remington, S. J. Development of a family of redox-sensitive green fluorescent protein indicators for use in relatively oxidizing subcellular environments. Biochem. 47, 8678-8688 (2008).
  34. Schafer, F. Q., Buettner, G. R. Redox environment of the cell as viewed through the redox state of the glutathione disulfide/glutathione couple. Free Radic Bio Med. 30, 1191-1212 (2001).
  35. Gibbs-Flournoy, E. A., Simmons, S. O., Bromberg, P. A., Dick, T. P., Samet, J. M. Monitoring intracellular redox changes in ozone-exposed airway epithelial cells. Environ Health Perspect. 121, 312 (2013).
  36. Belousov, V. V., et al. Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide. Nat Methods. 3, 281-286 (2006).
  37. Wood, Z. A., Poole, L. B., Karplus, P. A. Peroxiredoxin evolution and the regulation of hydrogen peroxide signaling. Science. 300, 650-653 (2003).
  38. Sies, H. Role of Metabolic H2O2 Generation REDOX SIGNALING AND OXIDATIVE STRESS. J Biol Chem. 289, 8735-8741 (2014).
  39. Cheng, W. -. Y., et al. Linking oxidative events to inflammatory and adaptive gene expression induced by exposure to an organic particulate matter component. Environ Health Perspect. 120, 267 (2012).
  40. Cheng, W. -. Y., et al. An integrated imaging approach to the study of oxidative stress generation by mitochondrial dysfunction in living cells. Environ Health Perspect. , 902-908 (2010).
  41. Wages, P. A., et al. Role of H 2 O 2 in the oxidative effects of zinc exposure in human airway epithelial cells. Redox Biol. 3, 47-55 (2014).
  42. Morgan, B., Sobotta, M. C., Dick, T. P. Measuring E GSH and H2O2 with roGFP2-based redox probes. Free Radic Bio Med. 51, 1943-1951 (2011).
  43. Schwarzländer, M., Dick, T. P., Meyer, A. J., Morgan, B. Dissecting redox biology using fluorescent protein sensors. Antiox Redox Signal. 24, 680-712 (2016).
  44. Wang, L., Atkinson, R., Arey, J. Formation of 9, 10-phenanthrenequinone by atmospheric gas-phase reactions of phenanthrene. Atmos Environ. 41, 2025-2035 (2007).
  45. Tantama, M., Hung, Y. P., Yellen, G. Imaging intracellular pH in live cells with a genetically encoded red fluorescent protein sensor. J Am Chem Soc. 133, 10034-10037 (2011).
  46. Matlashov, M. E., et al. Fluorescent ratiometric pH indicator SypHer2: applications in neuroscience and regenerative biology. Biochim Biophys Acta. 1850, 2318-2328 (2015).
  47. Hou, J. -. T., et al. A highly selective water-soluble optical probe for endogenous peroxynitrite. Chem Commun. 50, 9947-9950 (2014).
  48. Kojima, H., et al. Detection and imaging of nitric oxide with novel fluorescent indicators: diaminofluoresceins. Anal Chem. 70, 2446-2453 (1998).
  49. Gabe, Y., Ueno, T., Urano, Y., Kojima, H., Nagano, T. Tunable design strategy for fluorescence probes based on 4-substituted BODIPY chromophore: improvement of highly sensitive fluorescence probe for nitric oxide. Anal Bioanal Chem. 386, 621-626 (2006).
  50. Garner, A. L., et al. Specific fluorogenic probes for ozone in biological and atmospheric samples. Nat Chem. 1, 316-321 (2009).
  51. Cheng, W. -. Y., Larson, J. M., Samet, J. M. Monitoring intracellular oxidative events using dynamic spectral unmixing microscopy. Methods. 66, 345-352 (2014).
  52. Wages, P. A., Cheng, W. -. Y., Gibbs-Flournoy, E., Samet, J. M. Live-cell imaging approaches for the investigation of xenobiotic-induced oxidant stress. Biochim Biophys Acta. 1860, 2802-2815 (2016).
check_url/fr/56945?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Corteselli, E. M., Samet, J. M., Gibbs-Flournoy, E. A. Imaging Approaches to Assessments of Toxicological Oxidative Stress Using Genetically-encoded Fluorogenic Sensors. J. Vis. Exp. (132), e56945, doi:10.3791/56945 (2018).

View Video