Traitement par vancomycine chargées de sulfate de Calcium et autogreffe osseuse dans un modèle de lapin amélioré d’Infection osseuse
Summary
Cette étude présente un lapin amélioré modèle infecté par Staphylococcus aureus en bloquant la même quantité de bactéries présentes dans la moelle osseuse. Sulfate de calcium de vancomycine chargé et OS autogène sont utilisés pour traitement de réparation antibiotique et OS. Le protocole pourrait être utile pour l’étude de l’infection osseuse et la régénération.
Abstract
Infection osseuse résulte de l’invasion bactérienne, qui est extrêmement difficile à traiter en chirurgie clinique orthopédique et traumatique. L’infection osseuse peut entraîner inflammation soutenue, ostéomyélite et OS éventuelle non-syndiqués. Mise en place d’un modèle animal réalisable, reproductible est important à l’OS recherche infection et traitement antibiotique. Comme un modèle in vivo, le modèle du lapin est employé couramment dans la recherche d’une infection osseuse. Toutefois, des études antérieures sur lapin OS modèles infection a montré que le statut de l’infection était incompatible, car la quantité de bactéries a été variable. Cette étude présente une méthode chirurgicale améliorée permettant d’induire l’infection osseuse sur un lapin, en bloquant les bactéries présentes dans la moelle osseuse. Puis, les évaluations multi-niveaux peuvent effectuées pour contrôler la méthode de modélisation.
En général, les tissus nécrosés parage et implantation vancomycine chargées de sulfate de calcium (VCS) prédominent dans un traitement antibiotique. Bien que le sulfate de calcium dans VCS bénéficie ostéocytaires rampant et nouvelle croissance des os, des défauts osseux massifs se produisent après parage. OS autogène (AB) est une stratégie intéressante pour surmonter les défauts osseux pour le traitement des défauts osseux massifs après parage OS nécrosé.
Dans cette étude, nous avons utilisé l’os de la queue comme un os autogène implanté dans le défect osseux. La réparation osseuse a été mesurée à l’aide de micro–tomographie (micro-CT) et l’analyse histologique après les sacrifices d’animaux. Ainsi, dans le groupe VCS, OS hors-union a été obtenu régulièrement. En revanche, les zones de défectuosité osseuse dans le groupe VCS-AB ont diminué significativement. La présente méthode de modélisation décrit une méthode reproductible, faisable, stable pour préparer un modèle d’infection osseuse. Le traitement de VCS-AB a entraîné des taux inférieurs de déboîtement des os après un traitement antibiotique. Le modèle d’infection osseuse améliorée et le traitement de combinaison des VCS et OS autogène pourraient être utiles pour étudier les mécanismes sous-jacents dans l’infection et OS la régénération osseuse des applications orthopédiques de traumatologie.
Introduction
Infection osseuse résulte habituellement de bactéries ou d’autre invasion de micro-organisme après un traumatisme, fracture de l’OS ou autres maladies osseuses1. Infection osseuse peut induire un niveau élevé de destruction tissulaire de l’inflammation et l’os. Dans la clinique, staphylocoque doré (Staphylococcus aureus) est l’agent causatif prédominant de l’OS infection2,3. L’infection osseuse est douloureuse, invalidante et prend souvent un cours chronique qui est extrêmement difficile à traiter4. À l’heure actuelle, le débridement des tissus nécrosés et implantation des perles de calcium chargés à la vancomycine (VCS) ont été confirmés comme une stratégie efficace pour contrôler l’infection locale5,6. Cependant, 10 % à 15 % des patients ont connu un processus de réparation osseuse prolongée, retardée ou non syndiqués après traitement anti-infectieux7. Le grand segment d’un défect osseux est la question la plus difficile pour les chirurgiens orthopédistes. Une greffe osseuse autologue est considéré comme le remplacement optimale des os dans l’OS non syndiqués traitement8,9.
À ce jour, la plupart des études sur les os, infection et implantation osseuse autologue ont été menées dans divers genres de modèles animaux, tels que les rats, les lapins, les chiens, les porcs et les moutons10,11. Les modèles de lapin sont généralement utilisés pour les études d’infection osseuse, comme première interprétée par Norden et Kennedy en 197012,13. Dans notre étude précédente, nous avons utilisé les modèles de lapin suivant méthode de Norden, et nous avons trouvé que la quantité S. aureus injecté dans la moelle osseuse non quantifiables avec précision, comme la fuite de sang hors de la moelle osseuse a conduit à débordement de solution de bactéries.
Cet article présente une méthode chirurgicale améliorée permettant d’induire l’infection osseuse sur des lapins. À la fin de la procédure, une analyse de biochimie sanguine, un examen bactériologique et un examen histopathologique effectuées pour vérifier le modèle de l’infection osseuse. Puis, VCS a été implanté afin d’inhiber l’infection, et autogreffe osseuse a été implanté afin de promouvoir la régénération osseuse.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dans les études précédentes, différents types de modèles animaux ont été construits afin d’étudier les deux infections aiguës et chroniques des os ; Cependant, la recherche de modèle idéal persiste17,18. En outre, le modèle d’infection osseuse idéale est censé simuler les caractéristiques pathologiques de l’infection osseuse dans un contexte clinique, tandis que les périodes de modélisation, de rester faible coût et facile à réaliser. J…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale sciences naturelles de Chine (81803808, 81873062), Zhejiang Provincial Medical Health Science et Technology Fund (2017KY271) et la Science et projet de technologie de la Province du Zhejiang (2017 37181).
Materials
| absorbable surgical suture | Jinghuan | 18S0604A | |
| asepsis injector | Jinglong | 20170501 | |
| bone wax | ETHICON | JH5CQLM | |
| CCD camera | Olympus | DP72 | |
| EDTA-K2 anticoagulant blood vessel | XINGE | 20170802 | |
| Electric bone drill unit | Bao Kang | BKZ-1 | |
| Electric shaver | Codos | 3800 | |
| flexible silica gel mold | WRIGHT | 1527745 | |
| Hematoxylin and Eosin Staining Kit | Beyotime | 20170523 | |
| Luria-Bertani culture medium | Baisi Biothchnology | 20170306 | |
| Medical-grade calcium sulphate | WRIGHT | 1527745 | |
| microcomputed tomography (micro-CT) | Bruker | SkyScan 1172 | |
| Microscope | Olympus | CX41 | |
| New Zealand white rabbits | Zhejiang Experimental Animal Center | SCXK 2014-0047 | |
| No. 11 scalpel | Yuanlikang | 20170604 | |
| normal saline | Mingsheng | 20170903 | |
| PBS | TBD(Jingyi) | 20170703-0592 | |
| pentobarbital sodium | Merk | 2070124 | |
| povidone-iodinesolution | Lierkang | 20170114 | |
| S. aureus freeze drying powder | China General Microbiological Culture Collection Center | ATCC 6538 | |
| sheep blood agar | HuanKai Microbial | 3103210 | |
| tryptic soy agar plates | HuanKai Microbial | 3105697 | |
| tryptic soy broth tubes | HuanKai Microbial | 3104260 | |
| Vancomycin | Lilly | C599180 |
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