JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bio-ingénierie

Generatie van kationische Nanoliposomes voor de efficiënte levering van In Vitro getranscribeerd Messenger RNA

Published: February 01, 2019
doi:
10.3791/58444
, , , , , , ,
1Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Clinical Research Laboratory,University Medical Center, 2Atherothrombosis and Vascular Biology,Baker Heart & Diabetes Institute, 3Department of Medicine,Monash University

Summary

Hier beschrijven we een protocol voor het genereren van kationische nanoliposomes, die is gebaseerd op de methode van de droge-film en kan worden gebruikt voor de veilige en efficiënte levering van in vitro getranscribeerd boodschapper-RNA.

Abstract

De ontwikkeling van boodschapper-RNA (mRNA)-op basis van therapieën voor de behandeling van verschillende ziekten meer en meer belangrijk vanwege de positieve wordt eigenschappen van in vitro getranscribeerd (IVT) mRNA. Met de hulp van IVT mRNA, kan de DOVO synthese van een gewenste eiwit worden opgewekt zonder het wijzigen van de fysiologische status van de doelcel. Bovendien, eiwit biosynthese kan precies worden gecontroleerd als gevolg van de voorbijgaande effect van IVT mRNA.

Voor de efficiënte transfectie van cellen, kunnen nanoliposomes (NLps) vormen een veilige en efficiënte leveringsvoertuig voor therapeutische mRNA. Deze studie beschrijft een protocol voor het genereren van veilige en efficiënte kationische NLps bestaande uit DC-cholesterol en 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE) als een levering vector voor IVT mRNA. NLps hebben een gedefinieerde grootte, een homogene verdeling, en een hoge kleurverandering capaciteit, en kan worden geproduceerd met behulp van de methode droge-film. Bovendien presenteren we verschillende testsystemen voor het analyseren van hun kleurverandering en transfectie efficacies met behulp van synthetische verbeterd groen fluorescent proteïne (eGFP) mRNA, alsmede hun effect op de levensvatbaarheid van de cellen. Over het algemeen voorziet gepresenteerd het protocol een effectieve en veilige benadering mRNA kleurverandering, die kan bevorderen en verbeteren van het beheer van therapeutische mRNA.

Introduction

Het gebruik van gemodificeerde mRNA voor therapeutische toepassingen blijkt groot potentieel in de laatste paar jaar. In monogenetic, cardiovasculaire en inflammatoire ziekten, evenals bij de ontwikkeling van vaccins, is mRNA een veelbelovende therapeutische agent1.

Eiwit substitutietherapie met mRNA biedt diverse voordelen ten opzichte van de klassieke gentherapie, die is gebaseerd op de transfectie van het DNA in de doel cellen2. De functie van mRNA initieert rechtstreeks in het cytosol. Hoewel het plasmide DNA (pDNA), een constructie van het double-stranded, circulaire kan DNA met een promotor-regio en een sequentie van genen codering van de therapeutische eiwitten3, ook daden in cytosol, het alleen worden opgenomen in cellen die zijn gaan door mitose op het moment van transfectie. Dit vermindert het aantal transfected cellen in het weefsel1,4. De transfectie van weefsels met zwakke mitose activiteit, zoals hartcellen, is met name moeilijk5. In tegenstelling tot pDNA optreden de transfectie en vertaling van mRNA in de cellen van de mitotische en niet-mitotische in het weefsel1,6. De virale integratie van DNA in het genoom van de gastheer kan komen met mutagene effecten of immuunreacties7,8, maar na de transfectie van cellen met een eiwit-encoding mRNA, de DOVO -synthese van de gewenste eiwit begint autonoom9,10. Bovendien kan de eiwitsynthese juist naar de behoefte van de patiënt door middel van individuele doses, zonder mengend in het genoom en het gevaar van mutagene effecten11worden aangepast. Het potentieel immuun-activeren van synthetisch gegenereerde mRNA kan drastisch worden verlaagd met behulp van pseudo-uridine en 5′-methylcytidine in plaats van uridine en cytosinetrifosfaat12. Pseudo-uridine gemodificeerde mRNA is ook aangetoond dat een verhoogde biologische stabiliteit en een aanzienlijk hogere translationeel capaciteit13.

Om te kunnen profiteren van de veelbelovende eigenschappen van mRNA gebaseerde therapie in klinische toepassingen, is het essentieel om een geschikt voertuig voor het vervoer van mRNA in de cel. Dit voertuig moet dragen niet-toxische eigenschappen in vitro en in vivo, de mRNA tegen nuclease-afbraak te beschermen, en bieden voldoende cellulaire opname voor een langdurige beschikbaarheid en vertaling van de mRNA14.

Onder allerlei mogelijke vervoerder voor in vivo drug levering, zoals koolstof nanotubes en quantumdots liposomen, de laatste zijn geweest de meest15,16studeerde. Liposomen zijn blaasjes bestaande uit een lipide dubbelgelaagde10. Ze zijn amfifiele met een hydrofobe en een hydrofiele sectie, en door de zelfstandige regeling van deze moleculen, is een bolvormige dubbellaagse gevormde17. Binnen de liposomen, kunnen therapeutische agenten of drugs worden ingekapseld en, dus, beschermd tegen enzymatische afbraak18. Liposomen met N-[1-(2,3-dioleyloxy)propyl]-N,N,N-trimethylammonium chloride (DOTMA)19, [1,2-bis (oleoyloxy) -3-(trimethylammonio) propaan] (DOTAP)20en21van het dioctadecylamidoglycylspermine (honden), of DC-cholesterol22, zijn goed gekenmerkt en vaak gebruikt voor cellulaire transfectie met DNA of RNA.

Kationogene liposomen bestaat uit een positief geladen lipide en een ongeladen fosfolipide23. Transfectie via kationische liposomen is één van de meest voorkomende methoden voor het vervoer van nucleic zuren in cellen24,25. De deeltjes van kationische lipide vormen complexen met de negatief-geladen fosfaat groepen in de ruggengraat van nucleïnezuur moleculen26. Deze zogenaamde lipoplexes hechten aan het oppervlak van de celmembraan en voer de cel via endocytosis of endocytose-achtige-mechanismen27.

In 1989, Malone, et al.. succesvol beschreven kationische lipide-gemedieerde mRNA transfectie28. Echter, met behulp van een mengsel van DOTMA en 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE), de groep vond dat DOTMA geopenbaard cytotoxische effecten28. Zohra et al. toonde bovendien aan dat DOTAP (1,2-dioleoyloxy-3-trimethylammoniumformiaat-propaan chloride) kan worden gebruikt als een reagens van mRNA transfectie29. Echter, voor de efficiënte transfectie van cellen, DOTAP moeten worden gebruikt in combinatie met andere reagentia, zoals fibronectine29 of DOPE30. Tot nu toe, was DOTMA de eerste kationische lipide in de markt voor de levering van gene31. Andere lipiden als therapeutische dragers worden gebruikt of worden getest in verschillende stadia van klinische proeven, (bijvoorbeeld EndoTAG-I, met DOTAP als de drager van een lipide), wordt momenteel onderzocht in een klinische trial fase-II32.

Dit werk beschrijft een protocol voor het genereren van NLps met DC-cholesterol en DOPE. Deze methode is gemakkelijk uit te voeren en maakt de generatie van NLps van verschillende grootte. Het algemene doel van NLp generatie met de droge-film-methode is het creëren van liposomen voor mRNA kleurverandering, waardoor op efficiënte en biocompatibel cel transfectie in vitro14,33.

Protocol

1. generatie van kationische Nanoliposomes (Figuur 1) Los de lipiden DC-cholesterol (3β-[N–(N′,N′-dimethylaminoethane)-carbamoylfosfaat] cholesterol hydrochloride) en DOPE (dioleoyl phosphatidylethanolamine), geleverd als een poeder, in chloroform om een eindconcentratie van 25 mg/mL.Opmerking: Bewaar de opgeloste lipiden bij-20 ° C. Werken met 25 mg/mL stockoplossing van beide lipiden. Mix 40 µL van het opgeloste DC-cholesterol en 80 µL van het opgeloste DOP…

Representative Results

Met behulp van het protocol zoals beschreven, NLps bestaande uit de lipiden DC-cholesterol en DOPE opgesteld met behulp van de methode van de droge-film (Figuur 1). Tijdens de voorbereiding toont de nanoliposome oplossing verschillende stadia in de troebelheid (Figuur 2). De werkzaamheid van de inkapseling van de NLps kan dan na de inkapseling van 1 microgram van mRNA e…

Discussion

Het gepresenteerde protocol beschrijft de generatie van NLps met hoge inkapseling werkzaamheid voor synthetisch gemodificeerde mRNA, evenals de betrouwbare transfectie van cellen in vitro. Bovendien is de NLps garanderen de vrijlating van mRNA, die op zijn beurt, is vertaald in een functioneel proteïne in de cellen. Bovendien, de transfections met behulp van NLps kan worden uitgevoerd in normale cel medium, wat resulteert in hoge cel viabilities tijdens transfectie en duren tot drie dagen na de transfectie.

…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Geen

Materials

(3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT) AppliChem, Darmstadt, Germany A2231
(3β-[N-(N′,N′-dimethylaminoethane)-carbamoyl]cholesterol hydrochloride (DC-Cholesterol) Avanti, Alabama, USA 700001
4 ′,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany D1306
BD FACScan system BD Biosciences, Heidelberg, Germany
Cell Fix (10x) BD Biosciences, Heidelberg, Germany 340181
Chloroform Merck, Darmstadt, Germany 102445
Dimethyl sulfoxid (DMSO) Serva Electrophoresis GmbH, Heidelberg, Germany 20385.02
Dioleoyl phosphatidylethanolamine (DOPE) Avanti, Alabama, USA 850725
Fluorescence microscope Zeiss Axio, Oberkochen, Germany
Lipofectamine 2000 Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 11668019
Mini extruder Avanti, Alabama, USA
Nuclease-free water Qiagen, Hilden, Germany 129114
Opti-Mem Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 11058021
PBS buffer (w/o Ca2+/Mg2+) Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 70011044
Quant-iT Ribo Green RNA reagent kit Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany Q33140
RPMI (w/o phenol red) Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 11835030
Silica gel Carl Roth, Karlsruhe, Germany P077
Trypsin/EDTA (0.05%) Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 25300054
HotStar HiFidelity Polymerase Kit Qiagen, Hilden, Germany 202602
QIAquick PCR Purification Kit Qiagen, Hilden, Germany 28104

Pseudouridine-5'-Triphosphate (Ψ-UTP)		 TriLink Biotechnologies, San Diego, USA N-1019
5-Methylcytidine-5'-Triphosphate (Methyl-CTP) TriLink Biotechnologies, San Diego, USA N-1014
Cyanine 3-CTP PerkinElmer, Baesweiler, Germany NEL580001EA
RNeasy Mini Kit Qiagen, Hilden, Germany 74104
MEGAscript T7 Transcription Kit Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany AM1333
3´-O-Me-m7G(5')ppp(5')G RNA Cap Structure Analog New England Biolabs, Ipswich, USA S1411L
Antarctic Phosphatase New England Biolabs, Ipswich, USA M0289S
Agarose Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 16500-500
GelRed Biotium, Fremont, USA 41003
peqGOLD DNA ladder mix VWR, Pennsylvania, USA 25-2040
Invitrogen 0.5-10kb RNA ladder Fisher Scientific, Göteborg,
Sweden		 11528766
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sahin, U., Kariko, K., Tureci, O. mRNA-based therapeutics–developing a new class of drugs. Nature Reviews Drug Discovery. 13 (10), 759-780 (2014).
  2. Yamamoto, A., Kormann, M., Rosenecker, J., Rudolph, C. Current prospoects for mRNA gene delivery. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 71 (3), 484-489 (2009).
  3. Williams, P. D., Kingston, P. A. Plasmid-mediated gene therapy for cardiovascular disease. Cardiovascular Research. 91 (4), 565-576 (2011).
  4. Devoldere, J., Dewitte, H., De Smedt, S. C., Remaut, K. Evading innate immunity in nonviral mRNA delivery: don’t shoot the messenger. Drug Discovery Today. 21 (1), 11-25 (2016).
  5. Laguens, R. P., Crottogini, A. J. Cardiac regeneration: the gene therapy approach. Expert Opinion on Biological Therapy. 9 (4), 411-425 (2009).
  6. Hadas, Y., Katz, M. G., Bridges, C. R., Zangi, L. Modified mRNA as a therapeutic tool to induce cardiac regeneration in ischemic heart disease. Wiley Interdisciplinary Reviews: Systems Biology and Medicine. 9 (1), (2017).
  7. Zohra, F. T., Chowdhury, E. H., Akaike, T. High performance mRNA transfection through carbonate apatite-cationic liposome conjugates. Biomaterials. 30 (23-24), 4006-4013 (2009).
  8. Youn, H., Chung, J. -. K. Modified mRNA as an alternative to plasmid DNA (pDNA) for transcript replacement and vaccination therapy. Expert Opinion on Biological Therapy. 15 (9), 1337-1348 (2015).
  9. Avci-Adali, M., et al. Optimized conditions for successful transfection of human endothelial cells with in vitro synthesized and modified mRNA for induction of protein expression. Journal of Biological Engineering. 8 (1), 8 (2014).
  10. Akbarzadeh, A., et al. Liposome: classification, preparation, and applications. Nanoscale Research Letters. 8 (1), 102 (2013).
  11. Michel, T., Wendel, H. -. P., Krajewski, S., Kormann, M. Next-generation Therapeutics: mRNA as a Novel Therapeutic Option for Single-gene Disorders. Modern Tools for Genetic Engineering. , 3-20 (2016).
  12. Karikó, K., et al. Incorporation of pseudouridine into mRNA yields superior nonimmunogenic vector with increased translational capacity and biological stability. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 16 (11), 1833-1840 (2008).
  13. Anderson, B. R., et al. Incorporation of pseudouridine into mRNA enhances translation by diminishing PKR activation. Nucleic Acids Research. 38 (17), 5884-5892 (2010).
  14. Michel, T., et al. Cationic Nanoliposomes Meet mRNA: Efficient Delivery of Modified mRNA Using Hemocompatible and Stable Vectors for Therapeutic Applications. Molecular Therapy – Nucleic Acids. 8 (September), 459-468 (2017).
  15. Tran, M. A., Watts, R. J., Robertson, G. P. Use of Liposomes as Drug Delivery Vehicles for Treatment of Melanoma. Pigment Cell & Melanoma Research. 22 (4), 388-399 (2009).
  16. Immordino, M. L., Dosio, F., Cattel, L. Stealth liposomes: review of the basic science, rationale, and clinical applications, existing and potential. International Journal of Nanomedicine. 1 (3), 297-315 (2006).
  17. Ross, P. C., Hui, S. W. Lipoplex size is a major determinant of in vitro lipofection efficiency. Gene Therapy. 6 (4), 651-659 (1999).
  18. Xing, H., Hwang, K., Lu, Y. Recent Developments of Liposomes as Nanocarriers for Theranostic Applications. Theranostics. 6 (9), 1336-1352 (2016).
  19. Felgner, P. L., et al. Lipofection: a highly efficient, lipid-mediated DNA-transfection procedure. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7413-7417 (1987).
  20. Leventis, R., Silvius, J. R. Interactions of mammalian cells with lipid dispersions containing novel metabolizable cationic amphiphiles. Biochimica et Biophysica Acta. 1023 (1), 124-132 (1990).
  21. Behr, J. P., Demeneix, B., Loeffler, J. P., Perez-Mutul, J. Efficient gene transfer into mammalian primary endocrine cells with lipopolyamine-coated DNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 86 (18), 6982-6986 (1989).
  22. Gao, X., Huang, L. A novel cationic liposome reagent for efficient transfection of mammalian cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 179 (1), 280-285 (1991).
  23. Martin, B., et al. The design of cationic lipids for gene delivery. Current Pharmaceutical Design. 11 (3), 375-394 (2005).
  24. Yang, S. Y., et al. Comprehensive study of cationic liposomes composed of DC-Chol and cholesterol with different mole ratios for gene transfection. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 101, 6-13 (2013).
  25. Bennett, M. J., Nantz, M. H., Balasubramaniam, R. P., Gruenert, D. C., Malone, R. W. Cholesterol enhances cationic liposome-mediated DNA transfection of human respiratory epithelial cells. Bioscience Reports. 15 (1), 47-53 (1995).
  26. Son, K. K., Patel, D. H., Tkach, D., Park, A. Cationic liposome and plasmid DNA complexes formed in serum-free medium under optimum transfection condition are negatively charged. Biochimica et Biophysica Acta. 1466 (1-2), 11-15 (2000).
  27. Lonez, C., Vandenbranden, M., Ruysschaert, J. M. Cationic lipids activate intracellular signaling pathways. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (15), 1749-1758 (2012).
  28. Malone, R. W., Felgner, P. L., Verma, I. M. Cationic liposome-mediated RNA transfection. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 86 (16), 6077-6081 (1989).
  29. Zohra, F. T., Maitani, Y., Akaike, T. mRNA delivery through fibronectin associated liposome-apatite particles: a new approach for enhanced mRNA transfection to mammalian cell. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 35 (1), 111-115 (2012).
  30. Rejman, J., Tavernier, G., Bavarsad, N., Demeester, J., De Smedt, S. C. mRNA transfection of cervical carcinoma and mesenchymal stem cells mediated by cationic carriers. Journal of Controlled Release. 147 (3), 385-391 (2010).
  31. Balazs, D. A., Godbey, W. Liposomes for use in gene delivery. Journal of Drug Delivery. 2011, 326497 (2011).
  32. Bulbake, U., Doppalapudi, S., Kommineni, N., Khan, W. Liposomal Formulations in Clinical Use: An Updated Review. Pharmaceutics. 9 (2), (2017).
  33. Abraham, M. K., et al. Nanoliposomes for Safe and Efficient Therapeutic mRNA Delivery: A Step Toward Nanotheranostics in Inflammatory and Cardiovascular Diseases as well as Cancer. Nanotheranostics. 1 (2), 154-165 (2017).
  34. Avci-Adali, M., et al. In vitro synthesis of modified mRNA for induction of protein expression in human cells. Journal of Visualized Experiments. 93 (93), e51943 (2014).
  35. Yang, S., Chen, J., Zhao, D., Han, D., Chen, X. Comparative study on preparative methods of DC-Chol/DOPE liposomes and formulation optimization by determining encapsulation efficiency. International Journal of Pharmaceutics. 434 (1-2), 155-160 (2012).
  36. Caracciolo, G., Amenitsch, H. Cationic liposome/DNA complexes: from structure to interactions with cellular membranes. European Biophysics Journal. 41 (10), 815-829 (2012).
  37. Farhood, H., Serbina, N., Huang, L. The role of dioleoyl phosphatidylethanolamine in cationic liposome mediated gene transfer. Biochimica et Biophysica Acta. 1235 (2), 289-295 (1995).
  38. Zhang, Y., et al. DC-Chol/DOPE cationic liposomes: a comparative study of the influence factors on plasmid pDNA and siRNA gene delivery. International Journal of Pharmaceutics. 390 (2), 198-207 (2010).
  39. Klein, R. A. The detection of oxidation in liposome preparations. Biochimica et Biophysica Acta. 210 (3), 486-489 (1970).
  40. Ming-Ren Toh, G. N. C. C. Liposomes as sterile preparations and limitations of sterilisation techniques in liposomal manufacturing. Asian Journal of Pharmaceutical Sciences. 8 (2), 88-95 (2013).
  41. Torchilin, V. P., Omelyanenko, V. G., Lukyanov, A. N. Temperature-dependent aggregation of pH-sensitive phosphatidyl ethanolamine-oleic acid-cholesterol liposomes as measured by fluorescent spectroscopy. Analytical Biochemistry. 207 (1), 109-113 (1992).
  42. Rabinovich, P. M., Weissman, S. M. Cell engineering with synthetic messenger RNA. Methods in Molecular Biology. 969, 3-28 (2013).
  43. Ishida, T., Harashima, H., Kiwada, H. Liposome clearance. Bioscience Reports. 22 (2), 197-224 (2002).
  44. Freise, J., Muller, W. H., Brolsch, C., Schmidt, F. W. “In vivo” distribution of liposomes between parenchymal and non parenchymal cells in rat liver. Biomedicine. 32 (3), 118-123 (1980).
  45. Roerdink, F., Dijkstra, J., Hartman, G., Bolscher, B., Scherphof, G. The involvement of parenchymal, Kupffer and endothelial liver cells in the hepatic uptake of intravenously injected liposomes. Effects of lanthanum and gadolinium salts. Biochimica et Biophysica Acta. 677 (1), 79-89 (1981).
  46. Wang, X., et al. Dual-Targeted Theranostic Delivery of miRs Arrests Abdominal Aortic Aneurysm Development. Molecular Therapy. 26 (4), 1056-1065 (2018).
  47. Flierl, U., et al. Phosphorothioate backbone modifications of nucleotide-based drugs are potent platelet activators. Journal of Experimental Medicine. 212 (2), 129-137 (2015).
  48. Woodle, M. C. Controlling liposome blood clearance by surface-grafted polymers. Advanced Drug Delivery Reviews. 32 (1-2), 139-152 (1998).
  49. Sawant, R. R., Torchilin, V. P. Challenges in development of targeted liposomal therapeutics. The AAPS Journal. 14 (2), 303-315 (2012).
  50. Ewert, K. K., Evans, H. M., Bouxsein, N. F., Safinya, C. R. Dendritic cationic lipids with highly charged headgroups for efficient gene delivery. Bioconjugate Chemistry. 17 (4), 877-888 (2006).
  51. Elouahabi, A., Ruysschaert, J. M. Formation and intracellular trafficking of lipoplexes and polyplexes. Molecular Therapy. 11 (3), 336-347 (2005).
  52. Hoekstra, D., Rejman, J., Wasungu, L., Shi, F., Zuhorn, I. Gene delivery by cationic lipids: in and out of an endosome. Biochemical Society Transactions. 35 (Pt 1), 68-71 (2007).
  53. Lonez, C., Vandenbranden, M., Ruysschaert, J. M. Cationic liposomal lipids: from gene carriers to cell signaling. Progress in Lipid Research. 47 (5), 340-347 (2008).
  54. Filion, M. C., Phillips, N. C. Toxicity and immunomodulatory activity of liposomal vectors formulated with cationic lipids toward immune effector cells. Biochimica et Biophysica Acta. 1329 (2), 345-356 (1997).
  55. Takano, S., Aramaki, Y., Tsuchiya, S. Physicochemical properties of liposomes affecting apoptosis induced by cationic liposomes in macrophages. Pharmaceutical Research. 20 (7), 962-968 (2003).
  56. Ciani, L., et al. DOTAP/DOPE and DC-Chol/DOPE lipoplexes for gene delivery studied by circular dichroism and other biophysical techniques. Biophysical Chemistry. 127 (3), 213-220 (2007).
  57. Benson, H. A. Elastic Liposomes for Topical and Transdermal Drug Delivery. Methods in Molecular Biology. 1522, 107-117 (2017).
  58. Johler, S. M., Rejman, J., Guan, S., Rosenecker, J. Nebulisation of IVT mRNA Complexes for Intrapulmonary Administration. PLoS One. 10 (9), e0137504 (2015).
  59. Mays, L. E., et al. Modified Foxp3 mRNA protects against asthma through an IL-10-dependent mechanism. Journal of Clinical Investigation. 123 (3), 1216-1228 (2013).
  60. Kormann, M. S., et al. Expression of therapeutic proteins after delivery of chemically modified mRNA in mice. Nature Biotechnology. 29 (2), 154-157 (2011).

Tags

Cationic NanoliposomesMRNA DeliveryTransfectionNanoparticleLipid FilmExtrusionNanolipoplexA549 Cells
check_url/fr/58444?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Michel, T., Link, A., Abraham, M., Schlensak, C., Peter, K., Wendel, H., Wang, X., Krajewski, S. Generation of Cationic Nanoliposomes for the Efficient Delivery of In Vitro Transcribed Messenger RNA. J. Vis. Exp. (144), e58444, doi:10.3791/58444 (2019).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image