Новые методы для интраназального введения при ингаляционной анестезии для оценки доставки лекарств нос к мозг
Summary
Здесь мы описываем два романа методы стабильных интраназального введения при ингаляционной анестезии с минимальной физической нагрузки для подопытных животных. Мы также описывают метод количественной оценки уровней распространения наркотиков в мозг через нос к мозг путь, используя radiolabeled [14C]-инулина как модель субстрат водорастворимый макромолекул.
Abstract
Чтобы быть потенциальные пути для доставки нос к мозг терапевтических агентов, который обходит blood – brain барьер сообщалось интраназального введения. Однако были несколько сообщений, касающихся не только количественный анализ, но и условия оптимального управления и дозировки схемы для расследования нос к мозг доставки. Ограниченный прогресс в исследованиях по нос к мозг путь механизмы, с помощью грызунов представляет собой значительное препятствие с точки зрения разработки систем доставки нос к мозг для кандидата наркотиков.
Чтобы получить некоторый прогресс в этом отношении, мы разработали и оцениваются два новых методов стабильных интраназального введения при ингаляционной анестезии для подопытных животных. Мы также описывают метод для оценки уровней распространения наркотиков в мозг через нос к мозг пути, с помощью радио меченых [14C]-инулин (молекулярный вес: 5000) как модель субстрат водорастворимый макромолекул.
Первоначально мы разработали на основе пипеткой интраназального введения протокол с использованием временно неповрежденный масок, которые позволяют нам выполнять надежный администрации животных стабильной анестезию. С помощью этой системы, [14C]-инулина может быть доставлено в мозг с маленькой экспериментальной ошибки.
Впоследствии мы разработали протокол интраназального введения, влекущие за собой обратный катетеризации со стороны дыхательных путей через пищевод, который был разработан, чтобы свести к минимуму последствия мукоцилиарный клиренс (MC). Эта техника привела к значительно более высокие уровни [14C]-инулин, который количественно был обнаружен в обонятельные луковицы, головного мозга и продолговатого мозга, чем метод пипеткой. Это, как представляется, быть потому что удержания раствора препарата в носовой полости был существенно увеличен администрацией активно, с помощью насоса шприца в направлении, противоположном направлению MC в полость носа.
В заключение можно ожидать, что два метода интраназального введения, разработанных в этом исследовании будет чрезвычайно полезным методы оценки фармакокинетики грызунов. Метод обратного катетеризации, в частности, может быть полезным для оценки в полной мере потенциал нос к мозг доставки наркотиков кандидатов.
Introduction
Biomedicines пептиды, олигонуклеотиды и антитела считаются потенциальное применение как роман терапевтических агентов для расстройств огнеупорных центральной нервной системы, которые в настоящее время имеют не лечебной терапии. Однако потому что большинство biomedicines водорастворимый макромолекул, Доставка из крови в мозг через внутривенное или устные чрезвычайно затруднено из-за сопротивления гематоэнцефалический барьер (ГЭБ).
В последние годы чтобы быть потенциальные пути для доставки нос к мозг терапевтических агентов, избегает BBB1,2,3,,45сообщалось интраназального введения. Однако были сравнительно мало сообщений о количественного анализа нос к мозг путь доставки6. Кроме того, там были практически никаких сообщений об установленных администрацией оптимальные условия и дозирования схем, таких как объем, время, периоды времени и скорость, для расследования нос к мозг доставки. Вышеупомянутые недостатки можно объяснить следующими причинами: (i оптимальный метод интраназального введения для мышей еще не будет создан, и (ii) интраназального введения, дозирование, который обычно используется, обычно характеризуется изменением межличностных среди животных вследствие мукоцилиарный клиренс (MC), тем самым часто приводит к недооценкам фактической доставки нос к мозг потенциал конкретного препарата.
Ингаляционная анестезия с помощью изофлюрановая (начало: 4%, содержание: 2%) с ингаляцией маска для грызунов получил широкое применение, с целью сокращения или устранения боли, связанные с операции выполняются на экспериментальных животных. Использование масок делает его относительно простой для выполнения типичных медикаментов в подопытных животных при ингаляционной анестезии по маршрутам, подкожно, внутрибрюшинного и внутривенно. Однако в случае интраназального введения, маски необходимо временно удалить от животных для медикаментов. С содержанием менее 2% изофлюрановая, животные обычно пробудить быстро от ингаляционной анестезии. При большой объем администрации за дозу, это может привести к наркотиков решение поступать из носовой полости в пищевод, и поэтому один большой дозы может потребоваться быть разбита на несколько меньших дозах для интраназального введения малых животных. Как интраназального введения требует удаления маски для повторных администрации и достаточного времени для доставки устойчивого носовой полости, существует высокая вероятность того, что мышь будет пробудить от анестезии во время процедуры администрирования. Это делает его очень трудно выполнить интраназального введения под стабильное состояние анестезии и вероятно способствует наблюдаемых межличностных вариации нос к мозг доставки среди грызунов.
В этом исследовании мы разработали два новых методов стабильных интраназального введения при ингаляционной анестезии, устанавливающих минимальный физический стресс на подопытных животных. Для первого метода мы использовали временно неповрежденный маску, которая позволяет интраназального введения при ингаляционной анестезии. Открывающиеся часть маски включает силиконовыми колпачками, которые могут использоваться в соответствии с администрации сроках для содействия стабильной интраназального введения, с помощью пипетки. Для второго метода канюли хирургически был вставлен пройти из пищевода в полость носа, и шприцевый насос был затем прикрепляется к этому так, чтобы раствор препарата может быть непосредственно и надежно доставлено в полость носа при стабильным ингаляции обезболивание. Этот метод может увеличить поставки наркотиков в мозг через нос к мозг, потому что путем существенно минимизации последствий MC, можно было бы улучшить препарата retentively в носовой полости. Кроме того, мы описываем метод количественной оценки уровни распространения наркотиков (% для мозга вводят дозу/g) в головном мозге, с помощью радио меченых [14C]-инулин [молекулярный вес (МВт): 5000] как модель субстрат водорастворимые макромолекул.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ожидается, что нос к мозг доставки наркотиков имеют выраженный эффект на центральной нервной системы, потому что это путь представляет прямой транспорт маршрут обходит BBB. Дата8были зарегистрированы три различных пути нос к мозг. Во-первых, путь Обонятельный нерв, который п…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Это исследование было частично поддерживается частных исследований университета брендинг проекта от МПКСНТ; субсидий для научных Research (C) (17 K 08249 [к T.K. и т.с.]) из японского общества для поощрения науки (JSP); Грант для совместных исследований от Хамагути фонда для улучшения биохимии [чтобы т.с.] и Такэда научный фонд [т.к.]. Мы благодарим г-н Юя Nito и г-жа Акико Asami за их ценную техническую помощь в проведении экспериментов.
Materials
| ddY mouse | Japan SLC, Inc. | Male, 4-6 weeks, 20-30 g | |
| Isoflurane | Pfizer | v002139 | |
| Isoflurane setup | SHINANO manufacturing CO. LTD. | SN-487-OTAir, SN-489-4 | |
| Isoflurane mask | SHINANO manufacturing CO. LTD. | For small rodents | |
| Isoflurane mask (Opneable type) | SHINANO manufacturing CO. LTD. | Special orders | |
| Anesthesia Box | SHINANO manufacturing CO. LTD. | SN-487-85-02 | |
| Animal experiments scissors-1 | NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD. | B-27H | |
| Animal experiments scissors-2 | NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD. | B-13H | |
| Tweezers-1 | FINE SCIENCE TOOLS Inc. | 11272-30 | Dumont #7 Dumoxel |
| Tweezers-2 | NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD. | A-12-1 | |
| Cannula tube (PE-50) | Becton, Dickinson and Company. | 5069773 | I.D.: 0.58 mm, O.D.: 0.965 mm |
| Cannula tube (SP-10) | NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD. | KN-392 | I.D.: 0.28 mm, O.D.: 0.61 mm |
| Shaver | MARUKAN, LTD. | DC-381 | |
| Stereoscopic microscope | Olympus Corporation | SZ61 | |
| Needle 27G 1/2 in 13 mm | TERUMO CORPORATION | NN-2738R | |
| 1 mL syringe | TERUMO CORPORATION | SS-01T | |
| Syringe pump | Neuro science | NE-1000 | |
| Cellulose membrane | Toyo Roshi Kaisya, Ltd. | 00011090 | |
| Micro spatula | Shimizu Akira Inc. | 91-0088 | |
| Micropipette (0.5-10 uL) | Eppendorf AG | Z368083 | |
| Pipette chip | Eppendorf AG | 0030 000.811 | |
| Tape | TimeMed Labeling System, Inc. | T-534-R | For fixing mouse |
| [14C]-Inulin | American Radiolabeled Chemicals Inc. | ARC0124A | 0.1 mCi/mL |
| EtOH | Wako Pure Chemical Industries, Ltd. | 054-00461 | |
| Liquid scintillation counter | Perkin Elmer Life and Analytical Sciences, Inc | Tri-Carb 4810TR |
References
- Sakane, T., Yamashita, S., Yata, N., Sezaki, H. Transnasal delivery of 5-fluorouracil to the brain in the rat. Journal of Drug Targeting. 7 (3), 233-240 (1999).
- Illum, L. Transport of drugs from the nasal cavity to the central nervous system. European Journal of Pharmaceutical Science. 11 (1), 1-18 (2000).
- Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery bypasses the blood-brain barrier to target therapeutic agents to the central nervous system and treat neurodegenerative disease. BMC Neuroscience. 9 (Suppl 3), S5 (2008).
- Chapman, C. D., et al. Intranasal treatment of central nervous system dysfunction in humans. Pharmaceutical Research. 30 (10), 2475-2484 (2012).
- Kanazawa, T. Development of non-invasive drug delivery system to the brain for brain diseases therapy. Yakugaku-Zasshi. 138 (4), 443-450 (2018).
- Kozlovskaya, L., Abou-Kaoud, M., Stepensky, D. Quantitative analysis of drug delivery to the brain via nasal route. Journal of Controlled Release. 189, 133-140 (2014).
- Hirai, S., Yashiki, T., Matsuzawa, T., Mima, H. Absorption of drugs from the nasal mucosa of rat. International Journal of Pharmaceutics. 7 (4), 317-325 (1981).
- Lochhead, J. J., Thorne, R. G. Intranasal delivery of biologics to the central nervous system. Advances in Drug Delivery Reviews. 64 (7), 614-628 (2011).
- Lalatsa, A., Schatzlein, A. G., Stepensky, D. Strategies to deliver peptide drugs to the brain. Molecular Pharmaceutics. 11 (4), 1081-1093 (2014).
- Kanazawa, T. Brain delivery of small interfering ribonucleic acid and drugs through intranasal administration with nano-sized polymer micelles. Medical Devices. 8, 57-64 (2015).
- Kanazawa, T., et al. Enhancement of nose-to-brain delivery of hydrophilic macromolecules with stearate- or polyethylene glycol-modified arginine-rich peptide. International Journal of Pharmacology. 530 (1-2), 195-200 (2017).
- Kamei, N., et al. Effect of an enhanced nose-to-brain delivery of insulin on mild and progressive memory loss in the senescence-accelerated mouse. Molecular Pharmaceutics. 14 (3), 916-927 (2017).
- Suzuki, T., Oshimi, M., Tomono, K., Hanano, M., Watanabe, J. Investigation of transport mechanism of pentazocine across the blood-brain barrier using the in situ rat brain perfusion technique. Journal of Pharmaceutical Science. 91 (11), 2346-2353 (2002).
