Summary

Direkte injeksjon av en Lentiviral vektor høydepunkter flere Motor veier i ryggmargen rotte

Published: March 15, 2019
doi:

Summary

Denne protokollen demonstrerer injeksjon av en retrogradely transportable viral vektor i rotte ryggmargen vev. Vektoren er tatt opp på synapse og fraktet til celle kroppen av målet neurons. Denne modellen er egnet for retrograd sporing av viktige spinal veier eller målretting celler for gene terapi programmer.

Abstract

Innføre proteiner av interesse i cellene i nervesystemet er utfordrende på grunn av medfødte biologiske barrierer som begrenser tilgang til de fleste molekyler. Injeksjon direkte i ryggmargen vev utenom disse barrierene, gir tilgang til cellen legemer eller synapser der molekyler kan innlemmes. Kombinerer viral vektor teknologi med denne metoden gir mulighet for innføring av målet gener i nervøse vev for å genterapi eller tarmkanalen sporing. Her er et virus som er utviklet for svært effektiv retrograd transport (HiRet) innført på synapser av propriospinal interneurons (PNs) å oppmuntre bestemt transport til nerveceller i ryggmargen og hjernestammen kjerner. Målretting PNs utnytter mange tilkoblinger de mottar fra motor trasé som rubrospinal og reticulospinal områder, samt deres samtrafikk med hverandre gjennom ryggmargen segmenter. Representant sporing HiRet vektoren med constitutively aktive grønne fluorescerende protein (GFP) viser Hi-Fi detaljer cellen legemer, axons og dendrittiske arbors i thorax PNs og reticulospinal nerveceller i pontine reticular dannelsen. HiRet inneholder også til hjernestammen stier og PNs men viser alder avhengig integrering i corticospinal skrift neurons. Oppsummert er ryggmargen injeksjon ved hjelp av viral vektorer en egnet metode for innføring av proteiner av interesse i nevroner i målrettede traktater.

Introduction

Viral vektorer er viktige biologiske verktøy som kan innføre genetisk materiale i cellene for å kompensere for defekte gener, upregulate viktig vekst proteiner eller produserer markør proteiner som fremhever struktur og synaptic tilkoblinger av sine mål. Denne artikkelen fokuserer på direkte injeksjon av en svært effektiv retrogradely transportable lentiviral vektor i ryggmargen rotte for å markere større motor veier med fluorescerende sporing.  Denne metoden er også svært hensiktsmessig for axonal regenerasjon og gjenvekst studier å innføre proteiner rundt i forskjellige befolkningsgrupper neurons og har vært brukt til taushet neurons for funksjonell kartlegging studier1,2.

Mange av de anatomiske detaljene av spinal motor var belyst gjennom direkte injeksjon studier med klassisk tracers som BDA og fluoro-gull3,4,5,6,7 , 8. disse tracers anses gull standard, men kan ha visse ulemper som opptak av skadet axons eller axons i passasjen i hvit saken rundt en injeksjon området9,10,11 . Dette kan føre til feil tolkninger av veien kan være en ulempe i gjenfødelse studier der fargestoff absorpsjon av skadet eller kuttet axons kan forveksles med regenererer fiber under senere analyse12.

Lentiviral vektorer er populære i gene terapi studier, som de gir stabil, langsiktig uttrykk i neuronal bestander13,14,15,16,17,18 ,19. Men tradisjonelt pakket lentiviral vektorer kan ha begrenset retrograd transport og kan utløse immunsystem respons når de brukes i vivo4,20,21. En høyeffektiv retrograd transport vektor kalt HiRet er produsert av Kato et al. ved å endre viral konvolutten med en rabiat virus glykoprotein å opprette en hybrid vektor som forbedrer retrograd transport22,23.

Retrograd sporing introduserer en vektor i synaptic plass av en målet Nevron, slik at det å bli tatt av cellens axon og transportert til celle kroppen. Vellykket transport av HiRet har blitt demonstrert fra neuronal synapser i hjernen av mus og primater23,24 og muskler i motor neurons22. Denne protokollen demonstrerer injeksjon i lumbal ryggmargen, spesielt rettet mot synaptic terminalene på propriospinal interneurons og hjernestammen neurons. PNs motta tilkoblinger fra mange ulike spinal veier og kan dermed brukes til å målrette en mangfoldig befolkning av nerveceller i ryggmargen og hjernestammen. Merket nerveceller i denne studien representerer kretser innervating motor neuron bassengene om hindlimb funksjon. Robust merking er sett i ryggmargen og hjernestammen, inkludert Hi-Fi detaljer om dendrittiske arbors og axon terminaler. Vi har også brukt denne metoden i tidligere studier innen cervical ryggmargen merke propriospinal og hjernestammen reticulospinal veier25.

Denne protokollen demonstrerer injeksjon av en viral vektor i lumbal ryggmargen av rotte. Som sett i filmen 1, snittet skal identifisere L1 vertebra på siste vrborden. Dette er brukt som et caudal landemerke for en 3-4 cm snitt som eksponerer muskulaturen over L1-L4 ryggmargen. Laminectomies av dorsal aspekter av T11-T13 ryggvirvlene utføres og en skrå nål er rettet 0,8 mm lateral fra midtlinjen og senket 1,5 mm dypt inn i grå substans å injisere virus.

Protocol

Alle følgende kirurgiske og dyr har blitt godkjent av dyr omsorg og bruk komiteen av Temple University. 1. pre-kirurgisk forberedelser Forberede trakk glass nåler for viral injeksjon noen dager før operasjonen bruker 3,5 nanoliter glass kapillær Pipetter designet for nanoliter sprøytebrukere. Trekk hver pipette på en to-trinns nål avtrekker i henhold til produsentens instruksjoner å opprette to p-maler. Forbedre spissen av nålen malene ved å kutte av ca 1-2 mm av …

Representative Results

Vellykket injeksjon og transport av viral vektoren bør føre Albin på robust innbyggere ensidige nerveceller i ryggmargen og visse hjernestammen kjerner. Figur 1 viser stereotype merking av neurons og axons i thorax ryggmargen og i pontine reticular dannelsen av hjernestammen på fire uker etter injeksjon. Betydelig GFP uttrykk er sett i nervecellene i grå materie i thorax ryggmargen på side ipsilateral til injeksjon (figur 1A, innrammet område). Få…

Discussion

Genetisk manipulasjon av nerveceller i hjernen og ryggmarg har tjent til å markere sensoriske, motoriske og autonome trasé via fluorescerende sporing og å utforske gjenvekst potensialet i nevrale trakter etter skade27,28, 29 , 30 , 31 , 32 , 33. direkte injeksjon av en retrogradely transp…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble finansiert av en bevilgning fra National Institute av nevrologiske lidelser og slag R01 R01NS103481 og Shriners sykehus for Pediatric forskning tilskudd SHC 84051 og SHC 86000 og Forsvarsdepartementet (SC140089).

Materials

#10 Scalpel Blades Roboz RS-9801-10 For use with the scalpel.
1 mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309659 For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.
10mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309604 For injecting saline into the animal, post-surgery.
4.0 Chromic Catgut Suture DemeTECH NN374-16 To re-bind muscle during closing.
48000 Micropipette Beveler World Precision Instruments 32416 Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.
5% Iodine Solution Purdue Products L.P. L01020-08 For use in sterilzation of the surgical site.
70% Ethanol N/A N/A For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon's hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.
Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution) Zoetis 240048 For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.
Antibiotic (Cefazolin) West-Ward Pharmaceuticals NPC 0143-9924-90 To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.
Bead Sterilizer CellPoint 5-1450 To heat sterilize surgical instruments.
Bonewax Fine Science Tools 19009-00 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00 To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.
Digital Scale Okaus REV.005 For weighing the animal during surgical preparation.
Flexible Needle Attachment World Precision Instruments MF34G-5 For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.
Gelfoam Pfizer H68079 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Glass Capillary Tubes World Precision Instruments 4878 For pulled glass needles – should be designed for nanoliter injectors.
Hair Clippers Oster 111038-060-000 For clearing the surgical site of hair.
Hemostats Roboz RS-7231 For general use in surgery.
Kimwipes Kimtech 34155 For general use in surgery.
Medium Point Curved Forceps Roboz RS-5136 For general use in surgery.
Micromanipulator with a Vernier Scale Kanetec N/A For precise targeting during surgery.
Microscissors Roboz RS-5621 For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.
Microscope with Light and Vernier Scale Ocular Leitz Wetzlar N/A Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments 62403 To control the rate of injection.
Nanoliter 2000 Pump Head Injector World Precision Instruments 500150 To load and inject virus in a controlled fashion.
Needle Puller Narishige PC-100 To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.
Ophthalamic Ointment Dechra Veterinary Products RAC 0119 To protect the animal's eyes during surgery.
Parafilm Bemis PM-996 To assist with loading virus into the nanoinjector.
PrecisionGlide Needles (25G x 5/8) Becton, Dickinson and Company 305122 For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.
Rat Tooth Forceps Roboz RS-5152 For griping spinous processes.
Red Oil N/A N/A To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.
Retractors Roboz RS-6510 To hold open the surgical wound.
Rimadyl Tablets Bio Serv MP275-050 For pain management post-surgery.
Rongeurs Roboz RS-8300 To remove muscle from the spinal column during surgery.
Scalpel Blade Handle Roboz RS-9843 To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.
Scissors Roboz RS-5980 For general use in surgery.
Stainless Steal Wound Clips CellPoint 201-1000 To bind the skin of the surgical wound during closing.
Staple Removing Forceps Kent Scientific INS750347 To remove the staples, should they be applied incorrectly.
Sterile Cloth Phenix Research Products BP-989 To provide a sterile surface for the operation.
Sterile Cotton-Tipped Applicators Puritan 806-WC To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.
Sterile Gauze Covidien 2146 To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.
Sterile Saline Baxter Healthcare Corporation 281324 For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.
Surgical Gloves N/A N/A For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.
Surgical Heating Pad N/A N/A For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.
Surgical Microscope N/A N/A For enhanced visualization of the surgical wound.
Surgical Stapler Kent Scientific INS750546 To apply the staples.
T/Pump Heat Therapy Water Pump Gaymar TP500C To pump warm water into the water convection warming pad.
Water Convection Warming Pad Baxter Healthcare Corporation L1K018 For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.
Weighted Hooks N/A N/A To hold open the surgical wound.

References

  1. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  2. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).
  3. Brichta, A. M., Grant, G. Cytoarchitectural organization of the spinal cord. The rat nervous system. Vol. 2, hindbrain and spinal cord. , (1985).
  4. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. Projections from the brain to the spinal cord in the mouse. Brain Structure & Function. 215 (3-4), 159-186 (2011).
  5. Rexed, B. The cytoarchitectonic organization of the spinal cord in the cat. The Journal of Comparative Neurology. 96 (3), 414-495 (1952).
  6. Schmued, L. C., Fallon, J. H. Fluoro-gold: A new fluorescent retrograde axonal tracer with numerous unique properties. Brain Research. 377 (1), 147-154 (1986).
  7. Veenman, C. L., Reiner, A., Honig, M. G. Biotinylated dextran amine as an anterograde tracer for single- and double-labeling studies. Journal of Neuroscience Methods. 41 (3), 239-254 (1992).
  8. Watson, C., Paxinos, G., Kayalioglu, G., Heise, C. Atlas of the rat spinal cord. The spinal cord. , 238-306 (2009).
  9. Brandt, H. M., Apkarian, A. V. Biotin-dextran: A sensitive anterograde tracer for neuroanatomic studies in rat and monkey. Journal of Neuroscience Methods. 45 (1-2), 35-40 (1992).
  10. Geed, S., van Kan, P. L. E. Grasp-based functional coupling between reach- and grasp-related components of forelimb muscle activity. Journal of Motor Behavior. 49 (3), 312-328 (2017).
  11. Reiner, A., Veenman, C. L., Medina, L., Jiao, Y., Del Mar, N., Honig, M. G. Pathway tracing using biotinylated dextran amines. Journal of Neuroscience Methods. 103 (1), 23-37 (2000).
  12. Steward, O., Zheng, B., Banos, K., Yee, K. M., et al. Response to: Kim et al., "axon regeneration in young adult mice lacking nogo-A/B." neuron 38, 187-199. Neuron. 54 (2), 191-195 (2007).
  13. Brown, B. D., et al. A microRNA-regulated lentiviral vector mediates stable correction of hemophilia B mice. Blood. 110 (13), 4144-4152 (2007).
  14. Lo Bianco, C., et al. Lentiviral vector delivery of parkin prevents dopaminergic degeneration in an alpha-synuclein rat model of parkinson’s disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (50), 17510-17515 (2004).
  15. Malik, P., Arumugam, P. I., Yee, J. K., Puthenveetil, G. Successful correction of the human cooley’s anemia beta-thalassemia major phenotype using a lentiviral vector flanked by the chicken hypersensitive site 4 chromatin insulator. Annals of the New York Academy of Sciences. 1054, 238-249 (2005).
  16. Pawliuk, R., et al. Correction of sickle cell disease in transgenic mouse models by gene therapy. Science. 294 (5550), 2368-2371 (2001).
  17. Wang, G., et al. Feline immunodeficiency virus vectors persistently transduce nondividing airway epithelia and correct the cystic fibrosis defect. The Journal of Clinical Investigation. 104 (11), R55-R62 (1999).
  18. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. The red nucleus and the rubrospinal projection in the mouse. Brain Structure & Function. 217 (2), 221-232 (2012).
  19. Abdellatif, A. A., et al. delivery to the spinal cord: comparison between lentiviral, adenoviral, and retroviral vector delivery systems. Journal of Neuroscience Research. 84 (3), 553-567 (2010).
  20. DePolo, N. J., et al. VSV-G pseudotyped lentiviral vector particles produced in human cells are inactivated by human serum. Molecular Therapy. 2 (3), 218-222 (2000).
  21. Higashikawa, F., Chang, L. Kinetic analyses of stability of simple and complex retroviral vectors. Virology. 280 (1), 124-131 (2001).
  22. Hirano, M., Kato, S., Kobayashi, K., Okada, T., Yaginuma, H., Kobayashi, K. Highly efficient retrograde gene transfer into motor neurons by a lentiviral vector pseudotyped with fusion glycoprotein. PLoS One. 8 (9), e75896 (2013).
  23. Kato, S., et al. A lentiviral strategy for highly efficient retrograde gene transfer by pseudotyping with fusion envelope glycoprotein. Human Gene Therapy. 22 (2), 197-206 (2011).
  24. Kato, S., et al. Selective neural pathway targeting reveals key roles of thalamostriatal projection in the control of visual discrimination. The Journal of Neuroscience. 31 (47), 17169-17179 (2011).
  25. Sheikh, I. S., Keefe, K. M., et al. Retrogradely transportable lentivirus tracers for mapping spinal cord locomotor circuits. Frontiers in Neural Circuits. 12, 60 (2018).
  26. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. NeuroImage. 68, 22-29 (2013).
  27. Tang, X. Q., Heron, P., Mashburn, C., Smith, G. M. Targeting sensory axon regeneration in adult spinal cord. The Journal of Neuroscience. 27 (22), 6068-6078 (2007).
  28. Cameron, A. A., Smith, G. M., Randall, D. C., Brown, D. R., Rabchevsky, A. G. Genetic manipulation of intraspinal plasticity after spinal cord injury alters the severity of autonomic dysreflexia. The Journal of Neuroscience. 26 (11), 2923-2932 (2006).
  29. Liu, Y., Keefe, K., Tang, X., Lin, S., Smith, G. M. Use of self-complementary adeno-associated virus serotype 2 as a tracer for labeling axons: Implications for axon regeneration. PLoS One. 9 (2), e87447 (2014).
  30. Chamberlin, N. L., Du, B., de Lacalle, S., Saper, C. B. Recombinant adeno-associated virus vector: Use for transgene expression and anterograde tract tracing in the CNS. Brain Research. 793 (1-2), 169-175 (1998).
  31. Filli, L., et al. Bridging the gap: A reticulo-propriospinal detour bypassing an incomplete spinal cord injury. The Journal of Neuroscience. 34 (40), 13399-13410 (2014).
  32. Williams, R. R., Pearse, D. D., Tresco, P. A., Bunge, M. B. The assessment of adeno-associated vectors as potential intrinsic treatments for brainstem axon regeneration. The Journal of Gene Medicine. 14 (1), 20-34 (2012).
  33. Smith, G. M., Onifer, S. M. Construction of pathways to promote axon growth within the adult central nervous system. Brain Research Bulletin. 84 (4-5), 300-305 (2011).
  34. Morcuende, S., Delgado-Garcia, J. M., Ugolini, G. Neuronal premotor networks involved in eyelid responses: Retrograde transneuronal tracing with rabies virus from the orbicularis oculi muscle in the rat. The Journal of Neuroscience. 22 (20), 8808-8818 (2002).
  35. Ugolini, G. Specificity of rabies virus as a transneuronal tracer of motor networks: Transfer from hypoglossal motoneurons to connected second-order and higher order central nervous system cell groups. The Journal of Comparative Neurology. 356 (3), 457-480 (1995).
  36. Gelderd, J. B., Chopin, S. F. The vertebral level of origin of spinal nerves in the rat. The Anatomical Record. 188 (1), 45-47 (1977).
  37. Inquimbert, P., Moll, M., Kohno, T., Scholz, J. Stereotaxic injection of a viral vector for conditional gene manipulation in the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. 73, e50313 (2013).
  38. Carbajal, K. S., Weinger, J. G., Whitman, L. M., Schaumburg, C. S., Lane, T. E. Surgical transplantation of mouse neural stem cells into the spinal cords of mice infected with neurotropic mouse hepatitis virus. Journal of Visualized Experiments. 53, e2834 (2011).
  39. Snyder, B. R., et al. Comparison of adeno-associated viral vector serotypes for spinal cord and motor neuron gene delivery. Human Gene Therapy. 22 (9), 1129-1135 (2011).
  40. Cronin, J., Zhang, X. Y., Reiser, J. Altering the tropism of lentiviral vectors through pseudotyping. Current Gene Therapy. 5 (4), 387-398 (2005).
  41. Reed, W. R., Shum-Siu, A., Onifer, S. M., Magnuson, D. S. Inter-enlargement pathways in the ventrolateral funiculus of the adult rat spinal cord. Neurosciences. 142 (4), 1195-1207 (2006).
  42. Mao, X., Schwend, T., Conrad, G. W. Expression and localization of neural cell adhesion molecule and polysialic acid during chick corneal development. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (3), 1234-1243 (2012).
  43. Charles, P., et al. Negative regulation of central nervous system myelination by polysialylated-neural cell adhesion molecule. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (13), 7585-7590 (2000).
  44. Tervo, D. G., et al. A designer AAV variant permits efficient retrograde access to projection neurons. Neuron. 92 (2), 372-382 (2016).
  45. Tohyama, T., et al. Contribution of propriospinal neurons to recovery of hand dexterity after corticospinal tract lesions in monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (3), 604-609 (2017).
  46. Liu, Y., et al. A sensitized IGF1 treatment restores corticospinal axon-dependent functions. Neuron. 95 (4), 817-833 (2017).
  47. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).
check_url/fr/59160?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord. J. Vis. Exp. (145), e59160, doi:10.3791/59160 (2019).

View Video