Identifiering och dissektion av olika mus adipose depåer
Summary
Adipocyter finns i diskreta depåer och har olika roller inom sina unika mikromiljöer. Eftersom regionala skillnader i fettceller karaktär och funktion är avslöjade, standardiserad identifiering och isolering av depåer är avgörande för avancemang av området. Häri presenterar vi ett detaljerat protokoll för excision av olika mus fettdepåer.
Abstract
Fettvävnader är komplexa organ med ett brett spektrum av funktioner, inklusive lagring och mobilisering av energi som svar på lokala och globala behov, unkoppling av metabolism för att generera värme, och utsöndring av adipokines att reglera hela kroppen homeostas och immunsvar. Framväxande forskning identifierar viktiga regionala skillnader i utvecklingsmässiga, molekylära och funktionella profiler av adipocyter ligger i diskreta depåer i hela kroppen. Olika egenskaper hos depåerna är medicinskt relevanta eftersom metabola sjukdomar ofta visar Depot-specifika effekter. Detta protokoll kommer att ge utredare med en detaljerad anatomisk Atlas och dissektion guide för reproducerbara och korrekt identifiering och excision av olika mus fettvävnader. Standardiserad dissektion av diskreta fettdepåer kommer att möjliggöra detaljerade jämförelser av deras molekylära och metabola egenskaper och bidrag till lokala och systemiska patologiska tillstånd under olika närings-och miljöförhållanden.
Introduction
Adipose vävnader spelar kritiska roller i hela kroppen homeostas, inklusive lagring och frisättning av energi som svar på lokala och globala behov, termoreglering, och utsöndring av adipokines att reglera energibalansen, metabolism och immunsvar1 , 2. adipocyter fördelas i hela kroppen i diskreta depåer, och i vissa fall tjäna specialiserade roller inom deras mikromiljöer3,4,5. Historiskt har studiet av fettvävnad centrerad på vit fettvävnad (WAT), och dess roll i att upprätthålla energi homeostas. De flesta adipocyter fördelas i hela kroppen i subkutan och visceral WAT depåer. Egenskaperna hos dessa depåer är viktiga för differentiell känslighet för metabola sjukdomar. Subkutan adipocyter, ligger under huden, har förknippats med skyddande metabola effekter5. Visceral adipocyter, som omger vitala organ och ingår i gonadal, perirenal, retroperitoneal, omental och perikardiell depåer, är ofta kopplade till metabola sjukdomar, inklusive typ 2 diabetes och hjärt-kärlsjukdom2 . Bruna fettvävnader (BAT) har också studerats utförligt. Brun och brun-liknande adipocyter Express unkoppling protein 1 (UCP1) och spela viktiga roller i adaptiv thermogenesis och glukos homeostas6,7. Klassiska bruna adipocyter ingår i interscapular BAT Depot8. Kluster av bruna adipocyter finns också på andra platser, inklusive supraclavicular, infra/subscapular, cervikal, paravertebral och periaortic depåer8,9.
Förutom deras placering i stora WAT och BAT depåer, adipocyter finns i diskreta nischer i hela kroppen4, där de kan utföra specialiserade funktioner inom sina respektive mikromiljöer. Till exempel, benmärg fettvävnad (BMAT) fungerar som en lipid reservoar, är en viktig källa till cirkulerande adiponectin, och nära interagerar med osteoblaster, osteoklaster, och hematopoietiska celler10,11. Dermal adipocyter bidra till utbredda processer, inklusive sårläkning, immunsvar, termoreglering, och hårfollikeltillväxt12,13. Ytterligare, epikardiell adipocyter kan producera flera adipokines och chemokines som utövar lokala och systemiska effekter på utveckling och progression av kranskärlssjukdom14. Expansion av Inter/intramuskulär WAT har varit positivt korrelerad med ökad Adiposity, systemisk insulinresistens, och minskad muskelstyrka och rörlighet15. Dessutom, popliteal adipocyter fungera som en lipid reservoar för lymfatiska expansion under infektion16. Medan de specifika rollerna för olika led depåer är i allmänhet okända, Hoffa Depot (infrapatellar) i knäet är nu tänkt att bidra till patologier, inklusive främre knäsmärta och artros17.
Medan regionala skillnader i fettceller-tecken och-funktion är under intensiv undersökning begränsas området för närvarande av avsaknaden av ett standardiserat protokoll för identifiering och dissektion av olika mus depåer. Tidigare publicerade metoder har typiskt beskrivit isoleringen av en eller två specifika depåer och saknar den detaljnivå som krävs för enhetlig excision18,19. Det protokoll som beskrivs i detta manuskript ger en omfattande guide för de specifika anatomiska platser och isolerings steg av många olika mus fettdepåer. Även om WAT depåer är den primära fokus för detta manuskript, excision av interscapular BAT beskrivs också i detalj. Fettvävnad som exciseras med detta protokoll kan användas för en mängd olika experimentella endpoints, inklusive explantstudier, histologi och gen uttrycks analyser.
Målet med detta manuskript är att förse utredarna med ett detaljerat protokoll för att tydligt och precist identifiera och isolera både framstående och mindre studerade mus-fett-depåer (figur 1). Denna resurs kommer att underlätta en mer fullständig utredning av de utvecklingsmässiga, molekylära och funktionella egenskaperna hos adipocyter inom olika nischer.
Figur 1: Schematisk avbildning av mus fettdepåer dissekeras i detta protokoll. Denna bild har anpassats från Bagchi et al., 20184. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Protocol
Representative Results
Discussion
Eftersom betydelsen av de olika molekylära och funktionella egenskaperna hos diskreta fettceller-kluster blir alltmer erkänd, är det viktigt att utredarna inom området enhetligt identifierar och accis fettdepåer för ytterligare analyser. Hittills finns få protokoll för standardiserad lokalisering och isolering av det breda utbudet av mus fettdepåer. Tidigare publicerade metoder är främst inriktade på en eller två depåer och saknar de detaljer som behövs för enhetlig identifiering och excision av olika utr…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
O.A.M. stöds av NIH Grants DK062876 och DK092759; D.P.B. stöds av University of Michigan medicinsk vetenskapsman Training program (T32GM007863), University of Michigan utbildningsprogram i organogenes (T32HD007605), University of Michigan Rackham merit Fellowship, och Tylenol Future Care Fellowship.
Materials
| 10% neutral buffered formalin | Fisher Scientific | 22-110-869 | |
| 24-well plates, untreated | Sigma-Aldrich | CLS3738 | |
| 70% ethanol (dilute from 95%) | Fisher Scientific | 04-355-226 | |
| Dissecting forceps with curved tips | VWR | 89259-946 | |
| Dissecting pan | Carolina Biological Supply Company | 629004 | |
| Dissecting scissors (sharp/blunt tip) | VWR | 82027-588 | |
| Gauze sponges | Vitality Medical | 2634 | Curity 4 x 4 inch gauze sponge, 12 ply |
| Handi-Pins for dissection | Carolina Biological Supply Company | 629132 | |
| Iris scissors (straight) | VWR | 470018-890 | |
| Isoflurane | VetOne | 501017 | |
| Scalpel | VWR | 100499-578 | Feather scalpel handle with blade, disposable |
References
- Cinti, S. The adipose organ at a glance. Disease Models & Mechanisms. 5 (5), 588-594 (2012).
- Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
- Sanchez-Gurmaches, J., Guertin, D. A. Adipocyte lineages: tracing back the origins of fat. Biochimica et Biophysica Acta. 1842 (3), 340-351 (2014).
- Bagchi, D. P., Forss, I., Mandrup, S., MacDougald, O. A. SnapShot: Niche Determines Adipocyte Character I. Cell Metabolism. 27 (1), 264-264 (2018).
- Tchkonia, T., et al. Mechanisms and metabolic implications of regional differences among fat depots. Cell Metabolism. 17 (5), 644-656 (2013).
- Kajimura, S., Spiegelman, B. M., Seale, P. Brown and Beige Fat: Physiological Roles beyond Heat Generation. Cell Metabolism. 22 (4), 546-559 (2015).
- Frontini, A., Cinti, S. Distribution and development of brown adipocytes in the murine and human adipose organ. Cell Metabolism. 11 (4), 253-256 (2010).
- Zhang, F., et al. An Adipose Tissue Atlas: An Image-Guided Identification of Human-like BAT and Beige Depots in Rodents. Cell Metabolism. 27, 252-262 (2018).
- Sanchez-Gurmaches, J., Guertin, D. A. Adipocytes arise from multiple lineages that are heterogeneously and dynamically distributed. Nature Communications. 5, 4099 (2014).
- Li, Z., Hardij, J., Bagchi, D. P., Scheller, E. L., MacDougald, O. A. Development, regulation, metabolism and function of bone marrow adipose tissues. Bone. 110, 134-140 (2018).
- Scheller, E. L., Cawthorn, W. P., Burr, A. A., Horowitz, M. C., MacDougald, O. A. Marrow Adipose Tissue: Trimming the Fat. Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (6), 392-403 (2016).
- Alexander, C. M., et al. Dermal white adipose tissue: a new component of the thermogenic response. The Journal of Lipid Research. 56 (11), 2061-2069 (2015).
- Kruglikov, I. L., Scherer, P. E. Dermal Adipocytes: From Irrelevance to Metabolic Targets?. Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (1), 1-10 (2016).
- Iacobellis, G. Local and systemic effects of the multifaceted epicardial adipose tissue depot. Nature Reviews Endocrinology. 11 (6), 363-371 (2015).
- Addison, O., Marcus, R. L., LaStayo, P. C., Ryan, A. S. Intermuscular Fat: A Review of the Consequences and Causes. International Journal of Endocrinology. 2014, 1-11 (2014).
- Pond, C. M. Adipose tissue and the immune system. Prostaglandins, Leukotrienes, and Essential Fatty Acids. 73 (1), 17-30 (2005).
- Kloppenburg, A. I. -. F. M. An emerging player in knee osteoarthritis: the infrapatellar fat pad. Arthritis Research & Therapy. 15 (225), 1-9 (2013).
- Mann, A., Thompson, A., Robbins, N., Blomkalns, A. L. Localization, Identification, and Excision of Murine Adipose Depots. Journal of Visualized Experiments. (94), e52174 (2014).
- Casteilla, L., Cousin, B., Calise, D. Choosing an adipose tissue depot for sampling: factors in selection and depot specificity. Methods in Molecular Biology. 155, 1-22 (2008).
- de Jong, J. M., Larsson, O., Cannon, B., Nedergaard, J. A stringent validation of mouse adipose tissue identity markers. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 308 (12), E1085-E1105 (2015).
- Cinti, S. The adipose organ. Prostaglandins, Leukotrienes, and Essential Fatty Acids. 73 (1), 9-15 (2005).
- Parlee, S. D., Lentz, S. I., Mori, H., MacDougald, O. A. Quantifying size and number of adipocytes in adipose tissue. Methods in Enzymology. 537, 93-122 (2014).
- Scheller, E. L., et al. Region-specific variation in the properties of skeletal adipocytes reveals regulated and constitutive marrow adipose tissues. Nature Communications. 6, 7808 (2015).
- Scheller, E. L., et al. Use of osmium tetroxide staining with microcomputerized tomography to visualize and quantify bone marrow adipose tissue in vivo. Methods in Enzymology. 537, 123-139 (2014).
- Lukjanenko, L., Brachat, S., Pierrel, E., Lach-Trifilieff, E., Feige, J. N. Genomic profiling reveals that transient adipogenic activation is a hallmark of mouse models of skeletal muscle regeneration. PLoS One. 8 (8), e71084 (2013).
- Pagano, A. F., et al. Muscle Regeneration with Intermuscular Adipose Tissue (IMAT) Accumulation Is Modulated by Mechanical Constraints. PLoS One. 10 (12), e0144230 (2015).
- Khan, I. M., et al. Intermuscular and perimuscular fat expansion in obesity correlates with skeletal muscle T cell and macrophage infiltration and insulin resistance. International Journal of Obesity. 39 (11), 1607-1618 (2015).
- Sulston, R. J., et al. Increased Circulating Adiponectin in Response to Thiazolidinediones: Investigating the Role of Bone Marrow Adipose Tissue. Frontiers in Endocrinology. 7, 128 (2016).
