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Une méthode de gel-dégel pour préparer Chitosan-Poly (alcool de vinyle) Hydrogels sans agents de liaison croisée et études de libération diflunisale

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DOI :

10.3791/59636

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14 janvier 2020

 ,  , 
1Department of Polymers and Materials Research, University of Sonora, 2Department of Chemistry, Faculty of Sciences, University of Navarra

Dans cet article

Résumé

La méthode de congélation-dégel est utilisée pour produire des hydrogels chitosan-poly (alcool de vinyle) sans agents de liaison croisée. Pour cette méthode, il est important de tenir compte des conditions de congélation (température, nombre de cycles) et du rapport polymère, qui peuvent affecter les propriétés et les applications des hydrogels obtenus.

Résumé

Les hydrogels chitosan-poly (alcool de vinyle) peuvent être produits par la méthode de gel-dégel sans utiliser des agents de liaison croisée toxiques. Les applications de ces systèmes sont limitées par leurs caractéristiques (p. ex., porosité, flexibilité, capacité d'enflure, charge de médicaments et capacité de libération de médicaments), qui dépendent des conditions de congélation et du type et du rapport des polymères. Ce protocole décrit comment préparer les hydrogels à partir de chitosan et de poly (alcool de vinyle) à 50/50 w/w % de la composition de polymère et en variant la température de congélation (-4 oC, -20 oC, -80 oC) et les cycles de gel-dégel (4, 5, 6 cycles de congélation). Des données de spectre de FT-IR, de micrographe de SEM et de porosimetry des hydrogels ont été obtenues. En outre, la capacité de gonflement et le chargement et la libération de drogue de diflunisal ont été évalués. Les résultats des micrographes SEM et de la porosimétrie montrent que la taille des pores diminue, tandis que la porosité augmente à des températures plus basses. Le pourcentage d'enflure était plus élevé à la température de congélation mineure. La libération de diflunisal des hydrogels a été étudiée. Tous les réseaux maintiennent la libération de drogue pendant 30 h et il a été observé qu'un mécanisme de diffusion simple régule la libération diflunisale selon les modèles Korsmeyer-Peppas et Higuchi.

Introduction

Récemment, les hydrogels ont attiré un grand intérêt dans le domaine biomédical parce qu'ils sont des réseaux tridimensionnels avec une forte teneur en eau et sont doux et flexibles, de sorte qu'ils peuvent imiter les tissus naturels facilement1. En outre, ils ne se dissolvent pas dans le milieu aqueux à la température physiologique et le pH mais présentent un grand gonflement2. Les hydrogels peuvent agir comme échafaudages d'ingénierie tissulaire, produits d'hygiène, lentilles cornéennes et pansements de plaies; parce qu'ils peuvent piéger et libérer des composés actifs et des médicaments, ils sont utilisés comme systèmes d'administration de médicaments3. Selon leur application, les hydrogels peuvent être fabriqués à partir de polymères naturels ou synthétiques, ou une combinaison des deux, afin d'obtenir les meilleures caractéristiques4.

Les propriétés des hydrogels sont une conséquence de nombreux facteurs physiques et chimiques. Au niveau physique, leur structure et leur morphologie dépendent de leur porosité, de leur taille de pores et de leur distribution de pores5. Au niveau chimique et moléculaire, le type de polymère, le contenu du groupe hydrophile dans la chaîne de polymère, le type de point de liaison croisée, et la densité de liaison croisée sont les facteurs qui déterminent la capacité de gonflement et les propriétés mécaniques6,7.

Selon le type d'agent de liaison croisée utilisé pour former le réseau, les hydrogels sont classés comme hydrogels chimiques ou hydrogels physiques. Les hydrogels chimiques sont rejoints par des interactions covalentes entre leurs chaînes, qui sont formées par irradiation UV et gamma ou à l'aide d'un agent de liaison croisée7,8. Les hydrogels chimiques sont généralement forts et résistants, mais, généralement, l'agent de liaison croisée est toxique pour les cellules et son élimination est difficile, de sorte que son application est limitée. D'autre part, les hydrogels physiques se forment par la connexion des chaînes de polymères par des interactions non-covalentes, évitant l'utilisation d'agents de liaison croisée4,9. Les principales interactions non covalentes dans le réseau sont les interactions hydrophobes, les forces électrostatiques, les limites complémentaires et les limites d'hydrogène7.

Poly (alcool de vinyle) (PVA, Figure 1a) est un polymère synthétique et soluble dans l'eau avec d'excellentes performances mécaniques et biocompatibilité qui peut à partir d'hydrogels sans agent de liaison croisée par la méthode de gel-dégel10,11. Ce polymère a la capacité de former des zones concentrées de liaisons d'hydrogène entre les groupes -OH de leurs chaînes (zones cristallines) lorsqu'ils gèlent12. Ces zones cristallines agissent comme des points de liaison croisés dans le réseau, et ils sont promus par deux événements: l'approche des chaînes de polymères lorsque l'eau cristalline se dilate et les changements conformationnels PVA de l'isotactic à la PVA syndiotactique pendant le gel13. En raison du lyophilisation, les cristaux d'eau sont sublimés, laissant des espaces vides qui sont les pores de l'hydrogel14. Pour obtenir des hydrogels avec de meilleures propriétés, PVA peut être facilement combiné avec d'autres polymères.

En ce sens, le chitosan constitue une option car il est le seul biopolymère de sources naturelles avec des charges positives. Il est obtenu par la deacétylation de la chitine et il est composé de combinaisons aléatoires de D-glucosamine liée à 1,4 (unité de désacétration) et Deacetyl-D-glucosamine (unité acétylisée)15,16 (Figure 1b). Le chitosan est biodégradable par les enzymes humaines et il est biocompatible. En outre, par sa nature cationic, il peut interagir avec la charge négative de la surface cellulaire, et cette propriété a été associée à son activité antimicrobienne17. Ce polymère est facile à traiter; cependant, leurs propriétés mécaniques ne sont pas suffisantes et certains matériaux ont été ajoutés pour former des complexes avec de meilleures caractéristiques.

Compte tenu des caractéristiques spécifiques du chitosan et de la PVA, la méthode de gel-dégel2,18 pour éviter l'utilisation d'agents de liaison croisée sélifiants a été atteinte. Dans les hydrogels chitosan-PVA, les zones cristallines de PVA sont également formées, et les chaînes de chitosan sont interpénétrées et forment de simples liaisons d'hydrogène avec des groupes -NH2 et -OH dans PVA. L'hydrogel chitosan-PVA final est mécaniquement stable, avec des taux élevés d'enflure et de faible toxicité, et avec un effet antibactérien18. Toutefois, selon les conditions de congélation utilisées dans la préparation (température, temps et nombre de cycles), les caractéristiques finales peuvent changer. Certaines études rapportent que l'augmentation du nombre de cycles de congélation diminue le degré de gonflement et augmente la force de tension19,20. Afin de renforcer le réseau, d'autres agents tels que le rayonnement gamma et UV et les liaisons chimiques ont été utilisés en plus après la préparation congelée21,22,23. Les hydrogels avec une proportion plus élevée de chitosan ont un réseau plus poreux et une capacité de gonflement élevée mais moins de force et de stabilité thermique. Dans ce contexte, il est important de considérer les conditions de préparation pour obtenir des hydrogels appropriés pour leur application cible.

Le but de ces travaux est de présenter en détail comment les conditions de congélation (température de congélation et nombre de cycles) affectent les caractéristiques finales des hydrogels CS-PVA. Les spectres FT-IR, les caractéristiques morphologiques et porologiques et la capacité de gonflement ont été évalués, ainsi que la capacité de chargement et de libération des médicaments. Dans les études de libération, diflunisal (figure 1c) a été utilisé comme médicament modèle, en raison de sa taille adaptée à la structure hydrogel.

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Protocole

1. Préparation des hydrogels chitosan-PVA

  1. Préparer 2 % (w/w) chitosan et 10 % (w/w) des solutions PVA. Dissoudre 0,2 g de chitosan dans 10 ml de solution DE 0,1 M CH3COOH (préalablement filtrée) à température ambiante et maintenir une agitation mécanique continue pendant la nuit. Dissoudre 1 g de PVA dans 10 ml d'eau distillée et remuer à 80 oC pendant 1 h.
  2. Mélanger les deux solutions 1:1 à l'aide d'un agitateur magnétique jusqu'à ce qu'elles soient homogènes à température ambiante, et verser les mélanges sur les plats Petri. Laisser les échantillons pendant 2 h à la pression atmosphérique pour les dégazer.
  3. Congeler les hydrogels à -4 oC, -20 oC ou -80 oC pendant 20 h et 4 cycles (échantillons CP4-4, CP4-20 et CP4-80, respectivement). Congeler un autre hydrogel à -80 oC pendant 20 h à l'aide de 5 ou 6 cycles de congélation (échantillons CP5-80 et CP6-80). Après le troisième cycle de congélation, laver les hydrogels avec de l'eau déionisée. A la fin, sécher les hydrogels à -46 oC pour 48 h et stocker pour une caractérisation ultérieure (méthodologie adaptée à partir de2).

2. Caractérisation FT-IR

  1. Placez un petit morceau (1 mm x 2 mm) d'hydrogel dans le spectromètre FT-IR en mode ATR. Prenez les spectres FT-IR de 4000 à 600 cm-1 (2 cm-1 de résolution et une moyenne de 32 scans).

3. Analyses de gonflement

  1. Découper les disques (13 mm de diamètre et 10 mm de hauteur) de l'hydrogel et les peser. Incuber les disques dans 50 ml d'eau déionisée en secouant à 25 oC. Répétez trois fois.
  2. Toutes les 30 min retirer l'échantillon du milieu, buvard pour éliminer l'excès d'eau, et peser. Calculer le degré de gonflement en utilisant l'équation 1 et calculer l'état d'équilibre de l'enflure, figure-protocol-1 , à 24 h en utilisant l'équation 2.
    figure-protocol-2)
    Où figure-protocol-3 est le poids de figure-protocol-4 l'hydrogel sec et est le poids de l'hydrogel humide.
    figure-protocol-5

4. Microscopie électronique

  1. Couvrir un petit morceau d'hydrogel d'une fine couche d'or (30 s et 10 mA) dans un enduit de crevaison.
  2. Mettre l'échantillon dans un microscope électronique à balayage (SEM). Analyser les échantillons sous vide à 20 kV et prendre les images avec un grossissement 500x et 1500x.

5. Porosimétrie

  1. Placer les disques de 15 mm de diamètre pesant environ 0,26 g dans le pénétromètre (un pénétromètre solide, ayant un volume en vrac de 0,3660 ml et 5,7831 ml de volume de tige). Analyser la porosité et la taille des pores par Mercury Intrusion Porosimetry (MIP).
  2. Mener l'expérience en mode hystérise (intrusion-extrusion). Mesurer le volume total d'intrusion (mL/g), la superficie totale des pores (m2/g),le diamètre des pores (m), la porosité (%), la perméabilité (mDarcy) et la tortuosité. Répétez deux fois.

6. Chargement et libération de drogues

  1. Avant le chargement, préparer 4 L de 15 mg/L solution diflunisale et remuer toute la nuit. Confirmer la concentration de la solution par spectroscopie UV-Vis (concentration initiale). En effet, gonfler 400 mg d'échantillons d'hydrogel lyophilisés dans 6 ml d'eau distillée pendant 24 h.
  2. Pour le chargement, remplir un flacon de 50 ml de solution diflunisale et maintenir à 25 oC avec une agitation constante. Immerger chaque hydrogel gonflé dans le flacon.
    1. Prenez les aliquots de la solution diflunisale restante (2 mL) à des moments différents afin de déterminer la région du plateau de la courbe, par exemple: 3, 6, 24, 27, 30 et 48 h. Après 24 h remplacer la solution par une nouvelle.
  3. Mesurer l'absorption à 252 nm de chaque aliquot, et déterminer la concentration de diflunisal présent dans la solution, en utilisant une courbe d'étalonnage de diflunisal. Calculer la quantité de diflunisal retenue dans l'hydrogel à 24 et 48 h, comme la différence des concentrations initiales et finales, en tenant compte du volume total (56 ml).
    1. Déterminer l'efficacité de l'encapsulation (EE) à l'aide de l'équation 3.
      figure-protocol-6
    2. Congeler les hydrogels chargés à -80 oC et les lyophiliser à -50 oC.
  4. Pour la libération de médicaments, immerger 300 mg d'hydrogels diflunisal lyophilisés dans 50 ml de tampon de phosphate (pH 7,4) à 25 oC. Maintenir l'agitation constante. Retirer les aliquots de 2 ml à des moments différents et les remplacer par un milieu frais pour garder un volume constant.
    1. Déterminer le diflunisal libéré spectrophotométriquement à 252 nm, selon une courbe d'étalonnage.
  5. Déduire le mécanisme prédominant de libération de drogue dans les hydrogels ajustant les données de libération de drogue correspondant aux 60% premiers, au modèle korsmeyer-Peppas (équation 4), pour obtenir les constantes cinétiques (k) et de diffusion (n). Les valeurs n indiquent le mécanisme de la libération de drogue24,25. Ensuite, les valeurs n proches de 0,5 sont liées à la diffusion de Fickian, en attendant les valeurs de 0,5-1.0 pour le transport anormal, où sont impliqués les chaînes de diffusion et de relaxation, et enfin, les valeurs de 1.0 sont liées au transport de cas II.
    figure-protocol-7
    1. Pour confirmer les résultats, utilisez les modèles mathématiques Higuchi, First order et Zero order (Équations 5 à 7) et sélectionnez le meilleur ajustement.
    2. figure-protocol-8
      figure-protocol-9
      figure-protocol-10
      où t représente le temps de libération, Mt la quantité de drogue livrée à un moment donné, et M- la quantité totale de médicaments livrés à la fin du processus.

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Résultats

Préparation des hydrogels
Les hydrogels Chitosan-PVA ont été obtenus à -4 oC, -20 oC et -80 oC avec 4 cycles de congélation et à -80 oC avec 5 et 6 cycles de congélation selon la méthode de congélation-dégel précédemmentrapportée 2. Tous les hydrogels étaient homogènes, semi-transparents, flexibles et résistants contre la manipulation.

Caractérisation FT-IR
Les spec...

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Discussion

La méthode de gel-dégel est un processus approprié pour préparer des hydrogels biocompatibles concentrés dans les applications biomédicales, pharmaceutiques ou cosmétiques34,35,36. L'avantage le plus important de cette méthode, par rapport à d'autres méthodes bien connues pour préparer les hydrogels, est que l'utilisation d'agent de liaison croisée est évitée, ce qui pourrait causer une réponse inflammatoire ou des effets indési...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Les auteurs sont reconnaissants à C. Luzuriaga pour le soutien dans les mesures de porosimétrie. Les auteurs remercient également Ministerio de Economa y Competitividad d'Espagne pour son soutien financier (Projet MAT2014-59116-C2-2-R) et PIUNA (réf. 2018-15). Les auteurs aimeraient également remercier le Dr Amir Maldonado de Departamento de Fasica-UNISON pour son soutien et ses commentaires utiles, ainsi que le Dr SE Burruel-Ibarra de DIPM-UNISON pour les images SEM et Rubio Pharma y Asociados S. A. de C. V. pour son soutien financier. ME Martinez-Barbosa tient à remercier les projets CONACyT (Mexique) no 104931 et 256753, en plus du soutien financier de Red Temàtica de Nanociencias y Nanotecnologa del programa de Redes Temàticas del CONACyT. Et, aussi le projet USO316001081. MD Figueroa-Pizano tient à remercier conACyT pour son soutien financier (bourse 373321).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Matériaux :
Chitosan de poids moléculaire moyenSigma-Aldrich448877Mw déterminé par viscosimétrie capillaire (637 000 Da) et degré de désacétylation de 70 %
Diflunisal (2'-4'-difluoro-4-hydroxy-3-biphenyl-carboxylicacid)Merck
Glacial aceticacid Sigma-Aldrich1005706
Poly(alcool vinylique)Sigma-Aldrich341584Mw 89 000-98 000, 99+ % hydrolysé
Équipement :
Cressington Sputter Coater 108 autoTED PELLA INC
Cryodos LyophilizatorTelstar
Falcon tubesThermo Fisher Company
Spectroscopie FT-IRNicolet iS50en mode
LyophilisateurLABCONCO
Micromeritics Autopore IV 9500Micromeritics
Microscope électronique à balayagePemtron SS-300LV
Spectrophotomètre UV-visibleAgilent 8453
ATR

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Mots-clés

Hydrogels de chitosan et PVAtudes de lib ration de m dicamentsspectroscopie FT IRcapacit de gonflementanalyse de la taille des porescharge en diflunisalcaract risation des hydrogelseffets de la temp rature de cong lationsans agent de r ticulation

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